Спасибо, что посетили Nature.com.Используемая вами версия браузера имеет ограниченную поддержку CSS.Для оптимальной работы мы рекомендуем вам использовать обновленный браузер (или отключить режим совместимости в Internet Explorer).Тем временем, чтобы обеспечить постоянную поддержку, мы будем отображать сайт без стилей и JavaScript.
Большинство метаболических исследований на мышах проводят при комнатной температуре, хотя в этих условиях, в отличие от человека, мыши затрачивают много энергии на поддержание внутренней температуры.Здесь мы описываем нормальный вес и ожирение, вызванное диетой (DIO) у мышей C57BL / 6J, которых кормили чау-чау или диету с высоким содержанием жира 45%, соответственно.Мышей помещали на 33 дня при 22, 25, 27,5 и 30°С в систему непрямой калориметрии.Мы показываем, что расход энергии увеличивается линейно от 30°C до 22°C и примерно на 30% выше при 22°C в обеих моделях мышей.У мышей с нормальным весом прием пищи противодействовал ЭЭ.И наоборот, мыши DIO не уменьшали потребление пищи при снижении ЭЭ.Таким образом, в конце исследования мыши при 30°C имели более высокую массу тела, жировую массу и глицерин и триглицериды в плазме, чем мыши при 22°C.Дисбаланс у мышей DIO может быть связан с усилением диеты, основанной на удовольствии.
Мышь является наиболее часто используемой животной моделью для изучения физиологии и патофизиологии человека и часто является животным по умолчанию, используемым на ранних стадиях открытия и разработки лекарств.Однако мыши отличаются от людей по нескольким важным физиологическим параметрам, и хотя аллометрическое масштабирование можно в некоторой степени использовать для переноса на людей, огромные различия между мышами и людьми заключаются в терморегуляции и энергетическом гомеостазе.Это свидетельствует о принципиальном несоответствии.Средняя масса тела взрослых мышей как минимум в тысячу раз меньше, чем у взрослых (50 г против 50 кг), а отношение площади поверхности к массе отличается примерно в 400 раз из-за нелинейного геометрического преобразования, описанного Ми. .Уравнение 2. В результате мыши теряют значительно больше тепла по отношению к своему объему, поэтому они более чувствительны к температуре, более склонны к переохлаждению и имеют средний уровень основного обмена в десять раз выше, чем у людей.При стандартной комнатной температуре (~ 22 ° C) мыши должны увеличить свой общий расход энергии (EE) примерно на 30%, чтобы поддерживать внутреннюю температуру тела.При более низких температурах ЭЭ увеличивается еще больше примерно на 50% и 100% при 15 и 7°С по сравнению с ЭЭ при 22°С.Таким образом, стандартные условия содержания вызывают реакцию холодового стресса, что может поставить под угрозу переносимость результатов мышей на людей, поскольку люди, живущие в современных обществах, проводят большую часть своего времени в термонейтральных условиях (поскольку наше более низкое отношение площади поверхности к объему делает нас менее чувствительными к холоду). температура, так как мы создаем вокруг себя термонейтральную зону (ТНЗ) (ЭЭ выше основного уровня метаболизма) охватывает от ~19 до 30°C6, в то время как у мышей более высокая и более узкая полоса, охватывающая всего 2–4°C7,8 На самом деле, это важное Этот аспект привлек значительное внимание в последние годы4, 7,8,9,10,11,12 и было высказано предположение, что некоторые «видовые различия» можно смягчить за счет повышения температуры скорлупы 9. Однако нет единого мнения относительно температурного диапазона что составляет термонейтральность у мышей.Таким образом, остается спорным вопрос о том, ближе ли нижняя критическая температура в термонейтральном диапазоне у мышей с одним коленом к 25°C или ближе к 30°C4, 7, 8, 10, 12.ЭЭ и другие метаболические параметры были ограничены часами или днями, поэтому степень, в которой длительное воздействие различных температур может повлиять на метаболические параметры, такие как масса тела, неясна.потребление, утилизация субстрата, толерантность к глюкозе, концентрация липидов и глюкозы в плазме и гормоны, регулирующие аппетит.Кроме того, необходимы дальнейшие исследования, чтобы выяснить, в какой степени диета может влиять на эти параметры (мыши DIO на диете с высоким содержанием жиров могут быть более ориентированы на диету, основанную на удовольствии (гедонистическую)).Чтобы предоставить больше информации по этой теме, мы изучили влияние температуры выращивания на вышеупомянутые метаболические параметры у взрослых самцов мышей с нормальным весом и самцов мышей с ожирением, вызванным диетой (DIO), на диете с высоким содержанием жиров 45%.Мышей содержали при 22, 25, 27,5 или 30°С не менее трех недель.Температуры ниже 22°C не изучались, потому что стандартные помещения для животных редко имеют температуру ниже комнатной.Мы обнаружили, что мыши DIO с нормальным весом и с одним кругом одинаково реагировали на изменения температуры в вольере с точки зрения EE и независимо от условий вольера (с укрытием/гнездовым материалом или без него).Однако, в то время как мыши с нормальным весом корректировали потребление пищи в соответствии с EE, потребление пищи мышами DIO в значительной степени не зависело от EE, в результате чего мыши набирали больше веса.Согласно данным о массе тела, концентрации липидов и кетоновых тел в плазме показали, что у мышей DIO при 30°С энергетический баланс был более положительным, чем у мышей при 22°С.Основные причины различий в балансе потребления энергии и EE между мышами с нормальным весом и DIO требуют дальнейшего изучения, но могут быть связаны с патофизиологическими изменениями у мышей DIO и эффектом диеты, основанной на удовольствии, в результате диеты с ожирением.
ЭЭ увеличивалась линейно от 30 до 22°C и была примерно на 30% выше при 22°C по сравнению с 30°C (рис. 1a,b).Скорость дыхательного обмена (ДДО) не зависела от температуры (рис. 1, в, г).Потребление пищи соответствовало динамике ЭЭ и увеличивалось с понижением температуры (также на ~30% выше при 22°C по сравнению с 30°C (рис. 1e,f). Потребление воды. Объем и уровень активности не зависели от температуры (рис. 1г).-к).
Самцов мышей (C57BL/6J, возраст 20 недель, индивидуальное содержание, n=7) помещали в метаболические клетки при 22°С на одну неделю до начала исследования.Через двое суток после сбора фоновых данных температуру повышали с шагом 2°С в 06:00 часов суток (начало световой фазы).Данные представлены как среднее ± стандартная ошибка среднего, а темновая фаза (18:00–06:00 ч) представлена серым прямоугольником.a Расход энергии (ккал/ч), b Суммарный расход энергии при различных температурах (ккал/24 ч), c Скорость дыхательного обмена (VCO2/VO2: 0,7–1,0), d Среднее RER в светлой и темной (VCO2/VO2) фазах (нулевое значение определяется как 0,7).e суммарное потребление пищи (г), f общее потребление пищи за 24 часа, г общее потребление воды за 24 часа (мл), ч общее потребление воды за 24 часа, i совокупный уровень активности (м) и j общий уровень активности (м/24 ч) .).Мышей содержали при указанной температуре в течение 48 часов.Данные для 24, 26, 28 и 30°C относятся к последним 24 часам каждого цикла.Мышей кормили на протяжении всего исследования.Статистическую значимость проверяли повторными измерениями однофакторного дисперсионного анализа с последующим тестом множественных сравнений Тьюки.Звездочки указывают значимость для начального значения 22°C, затенение указывает значимость между другими группами, как указано. *P <0,05, **P <0,01, **P <0,001, ****P <0,0001. *P <0,05, **P <0,01, **P <0,001, ****P <0,0001. *Р<0,05, **Р<0,01, **Р<0,001, ****Р<0,0001. *Р<0,05, **Р<0,01, **Р<0,001, ****Р<0,0001. * P < 0,05, ** P < 0,01, ** P < 0,001, **** P < 0,0001. * P < 0,05, ** P < 0,01, ** P < 0,001, **** P < 0,0001. *Р<0,05, **Р<0,01, **Р<0,001, ****Р<0,0001. *Р<0,05, **Р<0,01, **Р<0,001, ****Р<0,0001.Средние значения рассчитывали за весь экспериментальный период (0-192 часа).п = 7.
Как и в случае с мышами с нормальным весом, ЭЭ увеличивалась линейно с понижением температуры, и в этом случае ЭЭ также была примерно на 30% выше при 22 °С по сравнению с 30 °С (рис. 2а, б).RER не изменялся при разных температурах (рис. 2в, г).В отличие от мышей с нормальным весом, потребление пищи не соответствовало ЭЭ в зависимости от комнатной температуры.Потребление пищи, потребление воды и уровень активности не зависели от температуры (рис. 2e–j).
Самцов (C57BL/6J, 20 недель) мышей DIO индивидуально помещали в метаболические клетки при 22°С на одну неделю до начала исследования.Мыши могут использовать 45% HFD вволю.После двухдневной акклиматизации были собраны исходные данные.В дальнейшем температуру повышали с шагом 2°С через день в 06:00 (начало световой фазы).Данные представлены как среднее ± стандартная ошибка среднего, а темновая фаза (18:00–06:00 ч) представлена серым прямоугольником.a Расход энергии (ккал/ч), b Суммарный расход энергии при различных температурах (ккал/24 ч), c Скорость дыхательного обмена (VCO2/VO2: 0,7–1,0), d Среднее RER в светлой и темной (VCO2/VO2) фазах (нулевое значение определяется как 0,7).e суммарное потребление пищи (г), f общее потребление пищи за 24 часа, г общее потребление воды за 24 часа (мл), ч общее потребление воды за 24 часа, i совокупный уровень активности (м) и j общий уровень активности (м/24 ч) .).Мышей содержали при указанной температуре в течение 48 часов.Данные для 24, 26, 28 и 30°C относятся к последним 24 часам каждого цикла.Мышей поддерживали при 45% HFD до конца исследования.Статистическую значимость проверяли повторными измерениями однофакторного дисперсионного анализа с последующим тестом множественных сравнений Тьюки.Звездочки указывают значимость для начального значения 22°C, затенение указывает значимость между другими группами, как указано. *Р<0,05, ***Р<0,001, ****Р<0,0001. *Р<0,05, ***Р<0,001, ****Р<0,0001. *Р<0,05, ***Р<0,001, ****Р<0,0001. *Р<0,05, ***Р<0,001, ****Р<0,0001. * P < 0,05, *** P < 0,001, **** P < 0,0001. * P < 0,05, *** P < 0,001, **** P < 0,0001. *Р<0,05, ***Р<0,001, ****Р<0,0001. *Р<0,05, ***Р<0,001, ****Р<0,0001.Средние значения рассчитывали за весь экспериментальный период (0-192 часа).п = 7.
В другой серии экспериментов мы исследовали влияние температуры окружающей среды на те же параметры, но на этот раз между группами мышей, которых постоянно содержали при определенной температуре.Мышей разделили на четыре группы, чтобы свести к минимуму статистические изменения среднего значения и стандартного отклонения массы тела, жира и нормальной массы тела (рис. 3а–с).Через 7 дней акклиматизации зафиксировано 4,5 дня ЭЭ.ЭЭ существенно зависит от температуры окружающей среды как в дневное, так и в ночное время (рис. 3г) и линейно возрастает при снижении температуры от 27,5°С до 22°С (рис. 3д).По сравнению с другими группами RER группы 25°C был несколько снижен, а различий между остальными группами не было (рис. 3f,g).Потребление пищи, параллельное схеме ЭЭ, увеличилось примерно на 30% при 22°C по сравнению с 30°C (рис. 3h,i).Потребление воды и уровни активности существенно не различались между группами (рис. 3j,k).Воздействие различных температур в течение до 33 дней не приводило к различиям в массе тела, безжировой массе и жировой массе между группами (рис. 3n-s), но приводило к снижению безжировой массы тела примерно на 15% по сравнению с самооценки баллов (рис. 3n-s).3б, т, в)) и увеличение жировой массы более чем в 2 раза (с ~1 г до 2-3 г, рис. 3в, т, в).К сожалению, 30-градусный шкаф имеет ошибки калибровки и не может предоставить точные данные EE и RER.
- Масса тела (а), безжировая масса (б) и жировая масса (в) через 8 дней (за один день до перевода в систему SABLE).г Потребление энергии (ккал/ч).e Среднее потребление энергии (0–108 часов) при различных температурах (ккал/24 часа).f Коэффициент дыхательного обмена (RER) (VCO2/VO2).g Среднее RER (VCO2/VO2).h Общее потребление пищи (г).i Среднее потребление пищи (г/24 часа).j Общее потребление воды (мл).k Среднее потребление воды (мл/сутки).l Совокупный уровень активности (m).m Средний уровень активности (м/24 ч).n масса тела на 18-й день, o изменение массы тела (с -8-го по 18-й день), p нежировая масса на 18-й день, q изменение нежировой массы (с -8-го по 18-й день), r жировая масса на 18-й день и изменение жировой массы (от -8 до 18 дней).Статистическую значимость повторных измерений проверяли с помощью Oneway-ANOVA с последующим тестом множественных сравнений Тьюки. *P <0,05, **P <0,01, ***P <0,001, ****P <0,0001. *P <0,05, **P <0,01, ***P <0,001, ****P <0,0001. *Р<0,05, **Р<0,01, ***Р<0,001, ****Р<0,0001. *Р<0,05, **Р<0,01, ***Р<0,001, ****Р<0,0001. * P < 0,05, ** P < 0,01, *** P < 0,001, **** P < 0,0001. * P < 0,05, ** P < 0,01, *** P < 0,001, **** P < 0,0001. *Р<0,05, **Р<0,01, ***Р<0,001, ****Р<0,0001. *Р<0,05, **Р<0,01, ***Р<0,001, ****Р<0,0001.Данные представлены как среднее + стандартная ошибка среднего, темновая фаза (18:00-06:00 ч) представлена серыми прямоугольниками.Точки на гистограммах представляют отдельных мышей.Средние значения рассчитывали за весь экспериментальный период (0-108 часов).п = 7.
Мыши были сопоставимы по массе тела, безжировой массе и жировой массе на исходном уровне (рис. 4a–c) и поддерживались при 22, 25, 27,5 и 30°C, как и в исследованиях с мышами с нормальным весом..При сравнении групп мышей зависимость между ЭЭ и температурой показала сходную линейную зависимость с температурой во времени у одних и тех же мышей.Так, мыши, содержащиеся при 22°С, потребляли примерно на 30% больше энергии, чем мыши, содержащиеся при 30°С (рис. 4г, д).При изучении эффектов на животных температура не всегда влияла на RER (рис. 4f,g).Прием пищи, потребление воды и активность не зависели от температуры (рис. 4h–m).Через 33 дня выращивания мыши при 30°С имели значительно большую массу тела, чем мыши при 22°С (рис. 4n).По сравнению с их соответствующими исходными точками мыши, выращенные при 30°C, имели значительно более высокую массу тела, чем мыши, выращенные при 22°C (среднее ± стандартная ошибка среднего: рис. 4o).Относительно более высокая прибавка в весе была обусловлена увеличением жировой массы (рис. 4p, q), а не увеличением мышечной массы (рис. 4r, s).В соответствии с более низким значением EE при 30°C, экспрессия нескольких генов BAT, которые повышают функцию/активность BAT, была снижена при 30°C по сравнению с 22°C: Adra1a, Adrb3 и Prdm16.Другие ключевые гены, которые также повышают функцию/активность BAT, не были затронуты: Sema3a (регуляция роста нейритов), Tfam (митохондриальный биогенез), Adrb1, Adra2a, Pck1 (глюконеогенез) и Cpt1a.Удивительно, но Ucp1 и Vegf-a, связанные с повышенной термогенной активностью, не снижались в группе при 30°C.Фактически уровни Ucp1 у трех мышей были выше, чем в группе при 22°C, а Vegf-a и Adrb2 были значительно повышены.По сравнению с группой при 22 ° C, у мышей, поддерживаемых при 25 ° C и 27,5 ° C, изменений не наблюдалось (дополнительная фигура 1).
- Масса тела (а), безжировая масса (б) и жировая масса (в) через 9 дней (за день до перевода в систему SABLE).г Потребление энергии (ЭЭ, ккал/ч).e Среднее потребление энергии (0–96 часов) при различных температурах (ккал/24 часа).f Коэффициент дыхательного обмена (RER, VCO2/VO2).g Среднее RER (VCO2/VO2).h Общее потребление пищи (г).i Среднее потребление пищи (г/24 часа).j Общее потребление воды (мл).k Среднее потребление воды (мл/сутки).l Совокупный уровень активности (m).m Средний уровень активности (м/24 ч).n Масса тела на 23-й день (г), o Изменение массы тела, p Безжировая масса, q Изменение безжировой массы (г) на 23-й день по сравнению с 9-м днем, Изменение жировой массы (г) на 23-й день, жир масса (г) по сравнению с 8-м днем, 23-й день по сравнению с -8-м днем.Статистическую значимость повторных измерений проверяли с помощью Oneway-ANOVA с последующим тестом множественных сравнений Тьюки. *Р<0,05, ***Р<0,001, ****Р<0,0001. *Р<0,05, ***Р<0,001, ****Р<0,0001. *Р<0,05, ***Р<0,001, ****Р<0,0001. *Р<0,05, ***Р<0,001, ****Р<0,0001. * P < 0,05, *** P < 0,001, **** P < 0,0001. * P < 0,05, *** P < 0,001, **** P < 0,0001. *Р<0,05, ***Р<0,001, ****Р<0,0001. *Р<0,05, ***Р<0,001, ****Р<0,0001.Данные представлены как среднее + стандартная ошибка среднего, темновая фаза (18:00-06:00 ч) представлена серыми прямоугольниками.Точки на гистограммах представляют отдельных мышей.Средние значения были рассчитаны для всего экспериментального периода (0-96 часов).п = 7.
Как и люди, мыши часто создают микроокружение, чтобы уменьшить потери тепла в окружающую среду.Чтобы количественно оценить важность этой среды для ЭЭ, мы оценили ЭЭ при 22, 25, 27,5 и 30 ° C, с кожаными защитными кожухами и материалом для гнездования или без них.При 22°C добавление стандартной оболочки снижает EE примерно на 4%.Последующее добавление гнездового материала снижало ЭЭ на 3–4 % (рис. 5а,б).Никаких значительных изменений в RER, потреблении пищи, потребления воды или уровней активности не наблюдалось при добавлении домов или шкур + подстилки (рис. 5i–p).Добавление кожи и гнездового материала также значительно снижало ЭЭ при 25 и 30°C, но количественно реакции были меньше.При 27,5°C разницы не наблюдалось.Примечательно, что в этих экспериментах EE уменьшалась с повышением температуры, в данном случае примерно на 57% ниже, чем EE при 30 ° C по сравнению с 22 ° C (рис. 5c–h).Такой же анализ был проведен только для световой фазы, где ЭЭ была ближе к базовой скорости метаболизма, поскольку в этом случае мыши в основном отдыхали в коже, что приводило к сопоставимым размерам эффекта при разных температурах (дополнительные рис. 2a – h) .
Данные для мышей из убежища и материала для гнезд (темно-синий), дома, но без материала для гнезда (голубой) и дома и материала для гнезда (оранжевый).Потребление энергии (EE, ккал/ч) для помещений a, c, e и g при 22, 25, 27,5 и 30 °C, b, d, f и h означает EE (ккал/ч).ip Данные для мышей, содержащихся при 22°C: i частота дыхания (RER, VCO2/VO2), j среднее RER (VCO2/VO2), k суммарное потребление пищи (г), l среднее потребление пищи (г/24 ч), m общее потребление воды (мл), n среднее потребление воды AUC (мл/24ч), o общая активность (м), p средний уровень активности (м/24ч).Данные представлены как среднее + стандартная ошибка среднего, темновая фаза (18:00-06:00 ч) представлена серыми прямоугольниками.Точки на гистограммах представляют отдельных мышей.Статистическую значимость повторных измерений проверяли с помощью Oneway-ANOVA с последующим тестом множественных сравнений Тьюки. *Р<0,05, **Р<0,01. *Р<0,05, **Р<0,01. *Р<0,05, **Р<0,01. *Р<0,05, **Р<0,01. * Р < 0,05, ** Р < 0,01. * Р < 0,05, ** Р < 0,01. *Р<0,05, **Р<0,01. *Р<0,05, **Р<0,01.Средние значения рассчитывали за весь экспериментальный период (0-72 часа).п = 7.
У мышей с нормальным весом (2-3 часа голодания) выращивание при разных температурах не приводило к значительным различиям в концентрациях в плазме ТГ, 3-ГБ, холестерина, АЛТ и АСТ, но ЛПВП в зависимости от температуры.Рисунок 6а-е).Концентрации лептина, инсулина, С-пептида и глюкагона в плазме натощак также не различались между группами (рис. 6g–j).В день проведения теста на толерантность к глюкозе (через 31 день при разных температурах) исходный уровень глюкозы в крови (5-6 часов натощак) составлял примерно 6,5 мМ, различий между группами не было. Пероральное введение глюкозы значительно повышало концентрацию глюкозы в крови во всех группах, но как пиковая концентрация, так и площадь приращения под кривыми (iAUC) (15–120 мин) были ниже в группе мышей, содержащихся при 30 °C (отдельные временные точки: P < 0,05–P < 0,0001, рис. 6k, l) по сравнению с мышами, содержащимися при 22, 25 и 27,5 ° C (которые не различались между собой). Пероральное введение глюкозы значительно повышало концентрацию глюкозы в крови во всех группах, но как пиковая концентрация, так и площадь приращения под кривыми (iAUC) (15–120 мин) были ниже в группе мышей, содержащихся при 30 °C (отдельные временные точки: P < 0,05–P < 0,0001, рис. 6л, м) по сравнению с мышами, содержащимися при 22, 25 и 27,5 °С (которые не различались между собой). Пероральное повышение значительного повышения уровня активности крови во всех группах, но как пиковая концентрация, так и площадь приращения под кривыми (iAUC) (15–120 мин) были ниже в группе мышей, содержащихся при 30 °C (отдельные временные точки: P < 0,05–P < 0,0001, рис. 6к, л) по сравнению с мышами, составися при 22, 25 и 27,5 °С (некоторые не сильно различались между собой). Пероральное введение глюкозы значительно увеличивало концентрацию глюкозы в крови во всех группах, но как пиковая концентрация, так и площадь прироста под кривыми (iAUC) (15–120 мин) были ниже в группе мышей при 30°C (отдельные моменты времени: P <0,05– P < 0,0001, рис. 6л, м) по сравнению с мышами, содержащимися при 22, 25 и 27,5 °С (которые не отличались друг от друга).口服 葡萄糖 给 药 显着 增加 了 所有组 的 血糖 浓度 ， 但 在 在 30 ° C 饲养 的 小鼠组 中 ， 峰值 和 曲线 下 增加 面积 面积 面积 (iauc) (15-120 分钟) 均 低 （各 时间 时间 点 点 点 点 时间 时间 时间 时间：P < 0,05–P < 0,0001, 6k, l, 22, 25, 27,5 °C 的小鼠, 彼此之间没有差异,口服 葡萄糖 给 药 显着 了 所有组 的 血糖 浓度 但 在 在 在 在 30 ° C 饲养 小 鼠组 中 ， 浓度 和 下 增加 面积 面积 面积 (iauc) (15-120 分钟) 均 低 各 个 点 点 点 点 点 点 点 点 点点 点：P < 0,05–P < 0,0001, 6k, l, 22, 25, 27,5°CПероральное введение глюкозы значительно повышало концентрацию глюкозы в крови во всех группах, но как пиковая концентрация, так и площадь под кривой (iAUC) (15–120 мин) были ниже в группе мышей, получавших пищу при 30°C (все временные точки).: P < 0,05–P < 0,0001, рис. : P < 0,05–P < 0,0001, рис.6л, м) по сравнению с мышами, содержащимися при 22, 25 и 27,5°С (без различий друг от друга).
Концентрации в плазме ТГ, 3-ГБ, холестерина, ЛПВП, АЛТ, АСТ, СЖК, глицерина, лептина, инсулина, С-пептида и глюкагона показаны у взрослых самцов мышей DIO(al) после 33 дней кормления при указанной температуре. .Мышей не кормили за 2-3 часа до забора крови.Исключение составлял пероральный тест на толерантность к глюкозе, который проводили за два дня до окончания исследования на мышах, голодавших в течение 5-6 часов и выдерживавших при соответствующей температуре в течение 31 дня.Мышей заражали 2 г/кг массы тела.Площадь под данными кривой (L) выражается как инкрементные данные (iAUC).Данные представлены как среднее ± SEM.Точки представляют отдельные образцы. *P <0,05, **P <0,01, **P <0,001, ****P <0,0001, n = 7. *P <0,05, **P <0,01, **P <0,001, ****P <0,0001, n = 7. *P<0,05, **P<0,01, **P<0,001, ****P<0,0001, n = 7. *P<0,05, **P<0,01, **P<0,001, ****P<0,0001, n=7. * P < 0,05, ** P < 0,01, ** P < 0,001, **** P < 0,0001, n = 7. * P < 0,05, ** P < 0,01, ** P < 0,001, **** P < 0,0001, n = 7. *P<0,05, **P<0,01, **P<0,001, ****P<0,0001, n = 7. *P<0,05, **P<0,01, **P<0,001, ****P<0,0001, n=7.
У мышей DIO (также голодающих в течение 2-3 часов) концентрации холестерина в плазме, ЛПВП, АЛТ, АСТ и СЖК не отличались между группами.И ТГ, и глицерин были значительно повышены в группе при 30°C по сравнению с группой при 22°C (рис. 7a–h).Напротив, уровень 3-GB был примерно на 25% ниже при 30°C по сравнению с 22°C (рис. 7b).Таким образом, хотя мыши, которых содержали при 22°C, имели общий положительный энергетический баланс, о чем свидетельствует прибавка в весе, различия в концентрациях TG, глицерина и 3-ГБ в плазме позволяют предположить, что у мышей при 22°C при отборе проб было меньше, чем при 22°C. С.°С.Мыши, выращенные при 30 °C, находились в относительно более отрицательном с точки зрения энергетики состоянии.В соответствии с этим, концентрации в печени экстрагируемых глицерина и ТГ, но не гликогена и холестерина, были выше в группе при 30 ° C (дополнительная рис. 3a-d).Чтобы выяснить, являются ли температурно-зависимые различия в липолизе (измеряемые по ТГ и глицерину в плазме) результатом внутренних изменений в эпидидимальном или паховом жире, мы извлекли жировую ткань из этих запасов в конце исследования и количественно определили количество свободных жирных кислот. виво.и выделение глицерина.Во всех экспериментальных группах образцы жировой ткани из эпидидимальных и паховых депо показали как минимум двукратное увеличение продукции глицерина и СЖК в ответ на стимуляцию изопротеренолом (дополнительная рис. 4a-d).Однако не было обнаружено влияния температуры скорлупы на базальный или стимулированный изопротеренолом липолиз.В соответствии с более высокой массой тела и жировой массой уровни лептина в плазме были значительно выше в группе при 30°C, чем в группе при 22°C (рис. 7i).Напротив, уровни инсулина и С-пептида в плазме крови не отличались между температурными группами (рис. 7л, л), но уровень глюкагона плазмы проявлял зависимость от температуры, но при этом почти 22°С в противоположной группе были вдвое сравнимы. до 30°С.ОТ.Группа С (рис. 7м).FGF21 не отличался между группами с разной температурой (рис. 7m).В день ПГТТ исходный уровень глюкозы в крови составлял примерно 10 мМ и не различался между мышами, содержащимися при разных температурах (рис. 7n).Пероральное введение глюкозы повышало уровень глюкозы в крови и достигало пика во всех группах при концентрации около 18 мМ через 15 минут после приема.Не было значительных различий в iAUC (15–120 мин) и концентрациях в разные моменты времени после введения дозы (15, 30, 60, 90 и 120 мин) (рис. 7n, o).
Концентрации в плазме TG, 3-HB, холестерина, HDL, ALT, AST, FFA, глицерина, лептина, инсулина, C-пептида, глюкагона и FGF21 были показаны у взрослых самцов мышей DIO (ao) после 33 дней кормления.указанная температура.Мышей не кормили за 2-3 часа до забора крови.Пероральный тест на толерантность к глюкозе был исключением, так как его проводили в дозе 2 г/кг массы тела за два дня до окончания исследования на мышах, которых не кормили в течение 5-6 часов и выдерживали при соответствующей температуре в течение 31 дня.Площадь под данными кривой (o) показана как инкрементные данные (iAUC).Данные представлены как среднее ± SEM.Точки представляют отдельные образцы. *P <0,05, **P <0,01, **P <0,001, ****P <0,0001, n = 7. *P <0,05, **P <0,01, **P <0,001, ****P <0,0001, n = 7. *P<0,05, **P<0,01, **P<0,001, ****P<0,0001, n = 7. *P<0,05, **P<0,01, **P<0,001, ****P<0,0001, n=7. * P < 0,05, ** P < 0,01, ** P < 0,001, **** P < 0,0001, n = 7. * P < 0,05, ** P < 0,01, ** P < 0,001, **** P < 0,0001, n = 7. *P<0,05, **P<0,01, **P<0,001, ****P<0,0001, n = 7. *P<0,05, **P<0,01, **P<0,001, ****P<0,0001, n=7.
Возможность передачи данных о грызунах людям — сложный вопрос, который играет центральную роль в интерпретации важности наблюдений в контексте физиологических и фармакологических исследований.По экономическим причинам и для облегчения исследований мышей часто держат при комнатной температуре ниже их термонейтральной зоны, что приводит к активации различных компенсаторных физиологических систем, которые увеличивают скорость метаболизма и потенциально ухудшают транслятабельность9.Таким образом, воздействие холода на мышей может сделать мышей устойчивыми к ожирению, вызванному диетой, и может предотвратить гипергликемию у крыс, получавших стрептозотоцин, из-за увеличения транспорта глюкозы, не зависящего от инсулина.Однако неясно, в какой степени длительное воздействие различных релевантных температур (от комнатной до термонейтральной) влияет на различный энергетический гомеостаз мышей с нормальным весом (на пище) и мышей DIO (на HFD) и метаболические параметры, а также степень к которому они смогли сбалансировать увеличение ЭЭ с увеличением потребления пищи.Исследование, представленное в данной статье, призвано внести некоторую ясность в эту тему.
Мы показываем, что у взрослых мышей с нормальным весом и самцов мышей DIO ЭЭ находится в обратной зависимости от комнатной температуры в диапазоне от 22 до 30°C.Так, ЭЭ при 22°С была примерно на 30% выше, чем при 30°С.в обеих моделях мышей.Однако важное различие между мышами с нормальным весом и мышами DIO заключается в том, что, хотя мыши с нормальным весом соответствовали ЭЭ при более низких температурах за счет соответствующей корректировки потребления пищи, потребление пищи мышами DIO варьировалось на разных уровнях.Температуры исследований были одинаковыми.Через месяц мыши DIO, содержащиеся при 30°C, набрали большую массу тела и жировую массу, чем мыши, содержащиеся при 22°C, тогда как нормальные люди, содержащиеся при той же температуре и в течение того же периода времени, не приводили к лихорадке.зависимая разница в массе тела.весовые мыши.По сравнению с температурами, близкими к термонейтральным, или при комнатной температуре, рост при комнатной температуре приводил к тому, что мыши с DIO или нормальным весом на диете с высоким содержанием жиров, но не на диете с нормальным весом, набирали относительно меньший вес.тело.Поддерживается другими исследованиями17,18,19,20,21, но не всеми22,23.
Предполагается, что способность создавать микросреду для уменьшения потерь тепла смещает тепловую нейтральность влево8, 12. В нашем исследовании как добавление гнездового материала, так и укрытие снижали ЭЭ, но не приводили к тепловой нейтральности до 28°C.Таким образом, наши данные не подтверждают, что нижняя точка термонейтральности у взрослых мышей с одним коленом, с или без домов, обогащенных окружающей средой, должна составлять 26-28 ° C, как показано8,12, но они подтверждают другие исследования, показывающие термонейтральность.температура 30 °C у мышей с низкой точкой7, 10, 24. Чтобы усложнить ситуацию, было показано, что термонейтральная точка у мышей не является статической в течение дня, поскольку она ниже во время фазы покоя (света), возможно, из-за более низкой калорийности. производство в результате активности и термогенеза, вызванного диетой.Так, в светлой фазе нижняя точка термической нейтральности оказывается ~29°С, а в темной ~33°С25.
В конечном итоге связь между температурой окружающей среды и общим энергопотреблением определяется тепловыделением.В этом контексте отношение площади поверхности к объему является важным фактором, определяющим тепловую чувствительность, влияющим как на рассеивание тепла (площадь поверхности), так и на выделение тепла (объем).Помимо площади поверхности, теплопередача также определяется изоляцией (скоростью теплопередачи).У людей жировая масса может уменьшить потерю тепла, создавая изолирующий барьер вокруг оболочки тела, и было высказано предположение, что жировая масса также важна для теплоизоляции у мышей, снижая термонейтральную точку и снижая температурную чувствительность ниже тепловой нейтральной точки. наклон кривой).температура окружающей среды по сравнению с EE)12.Наше исследование не было предназначено для прямой оценки этой предполагаемой взаимосвязи, поскольку данные о составе тела были собраны за 9 дней до того, как были собраны данные о расходе энергии, и поскольку жировая масса не была стабильной на протяжении всего исследования.Однако, поскольку мыши с нормальным весом и DIO имеют ЭЭ на 30% ниже при 30°C, чем при 22°C, несмотря на по крайней мере 5-кратную разницу в массе жира, наши данные не подтверждают, что ожирение должно обеспечивать базовую изоляцию.фактора, по крайней мере, не в исследованном диапазоне температур.Это согласуется с другими исследованиями, лучше разработанными для изучения этого4,24.В этих исследованиях изолирующий эффект ожирения был небольшим, но было обнаружено, что мех обеспечивает 30-50% общей теплоизоляции4,24.Однако у мертвых мышей теплопроводность увеличилась примерно на 450% сразу после смерти, что позволяет предположить, что изолирующий эффект меха необходим для работы физиологических механизмов, включая вазоконстрикцию.Помимо видовых различий в мехе у мышей и людей, на плохой изолирующий эффект ожирения у мышей также могут влиять следующие соображения: Изолирующий фактор жировой массы человека в основном опосредован массой подкожного жира (толщиной)26,27.Обычно у грызунов Менее 20% от общего содержания животного жира28.Кроме того, общая жировая масса может даже не быть субоптимальной мерой теплоизоляции человека, поскольку утверждалось, что улучшенная теплоизоляция компенсируется неизбежным увеличением площади поверхности (и, следовательно, увеличением потери тепла) по мере увеличения жировой массы..
У мышей с нормальным весом концентрации ТГ, 3-ГБ, холестерина, ЛПВП, АЛТ и АСТ в плазме натощак не менялись при различных температурах в течение почти 5 недель, вероятно, потому, что мыши находились в одинаковом состоянии энергетического баланса.были такими же по весу и составу тела, как и в конце исследования.В соответствии со сходством жировой массы также не было различий в уровнях лептина в плазме, инсулина натощак, С-пептида и глюкагона.Больше сигналов было обнаружено у мышей DIO.Хотя у мышей при 22°C также не было общего отрицательного энергетического баланса в этом состоянии (поскольку они набирали вес), в конце исследования у них был относительно более дефицит энергии по сравнению с мышами, выращенными при 30°C, в таких условиях, как высокие кетоны.продукции организмом (3-ГБ) и снижение концентрации глицерина и ТГ в плазме.Тем не менее, температурно-зависимые различия в липолизе, по-видимому, не являются результатом внутренних изменений эпидидимального или пахового жира, таких как изменения в экспрессии липазы, чувствительной к адипогормонам, поскольку свободные жирные кислоты и глицерин, высвобождаемые из жира, извлеченного из этих депо, находятся между группы похожи друг на друга.Хотя мы не исследовали симпатический тонус в текущем исследовании, другие обнаружили, что он (на основе частоты сердечных сокращений и среднего артериального давления) линейно связан с температурой окружающей среды у мышей и примерно ниже при 30°C, чем при 22°C 20% C Таким образом, температурно-зависимые различия в симпатическом тонусе могут играть роль в липолизе в нашем исследовании, но поскольку повышение симпатического тонуса стимулирует, а не ингибирует липолиз, другие механизмы могут противодействовать этому снижению у культивируемых мышей.Потенциальная роль в расщеплении жировых отложений.Комнатная температура.Кроме того, часть стимулирующего эффекта симпатического тонуса на липолиз косвенно опосредована сильным ингибированием секреции инсулина, подчеркивая влияние инсулина, прерывающего прием добавок на липолиз30, но в нашем исследовании инсулин плазмы натощак и симпатический тонус С-пептида при различных температурах были ниже. недостаточно для изменения липолиза.Вместо этого мы обнаружили, что различия в энергетическом статусе, скорее всего, были основным фактором этих различий у мышей DIO.Основные причины, которые приводят к лучшей регуляции потребления пищи с помощью ЭЭ у мышей с нормальным весом, требуют дальнейшего изучения.Однако в целом потребление пищи контролируется гомеостатическими и гедоническими сигналами31,32,33.Хотя ведутся споры о том, какой из двух сигналов количественно более важен,31,32,33 хорошо известно, что длительное потребление продуктов с высоким содержанием жиров приводит к большему пищевому поведению, основанному на удовольствии, которое до некоторой степени не связано с гомеостаз..– регулируемый прием пищи34,35,36.Следовательно, повышенное гедонистическое пищевое поведение мышей DIO, получавших 45% HFD, может быть одной из причин, по которой эти мыши не сбалансировали потребление пищи с ЭЭ.Интересно, что различия в аппетите и гормонах, регулирующих уровень глюкозы в крови, также наблюдались у мышей DIO с контролируемой температурой, но не у мышей с нормальным весом.У мышей DIO уровни лептина в плазме повышались с температурой, а уровни глюкагона снижались с температурой.Степень, в которой температура может непосредственно влиять на эти различия, заслуживает дальнейшего изучения, но в случае с лептином относительный отрицательный энергетический баланс и, следовательно, более низкая жировая масса у мышей при 22°C, безусловно, сыграли важную роль, поскольку жировая масса и лептин высокая корреляция 37.Однако интерпретация сигнала глюкагона более загадочна.Как и в случае с инсулином, секреция глюкагона сильно ингибировалась повышением симпатического тонуса, но прогнозировалось, что самый высокий симпатический тонус будет в группе при 22°C, у которой были самые высокие концентрации глюкагона в плазме.Инсулин является еще одним сильным регулятором глюкагона в плазме, а резистентность к инсулину и диабет 2 типа тесно связаны с гиперглюкагонемией натощак и после приема пищи 38,39 .Однако мыши DIO в нашем исследовании также были нечувствительны к инсулину, так что это также не могло быть основным фактором в увеличении передачи сигналов глюкагона в группе при 22°C.Содержание жира в печени также положительно связано с увеличением концентрации глюкагона в плазме, механизмы которого, в свою очередь, могут включать резистентность печени к глюкагону, снижение выработки мочевины, повышение концентрации циркулирующих аминокислот и усиление секреции глюкагона, стимулируемой аминокислотами40,41, 42.Однако, поскольку экстрагируемые концентрации глицерина и ТГ не отличались между температурными группами в нашем исследовании, это также не могло быть потенциальным фактором увеличения концентрации в плазме в группе при 22°C.Трийодтиронин (Т3) играет критическую роль в общей скорости метаболизма и инициировании метаболической защиты от гипотермии43,44.Таким образом, концентрация T3 в плазме, возможно, контролируемая центрально-опосредованными механизмами,45,46 увеличивается как у мышей, так и у людей в менее чем термонейтральных условиях47, хотя увеличение меньше у людей, которые более предрасположены к мышам.Это согласуется с потерями тепла в окружающую среду.Мы не измеряли концентрации T3 в плазме в текущем исследовании, но концентрации могли быть ниже в группе при 30 ° C, что может объяснить влияние этой группы на уровни глюкагона в плазме, поскольку мы (обновленный рисунок 5a) и другие показали, что T3 увеличивает уровень глюкагона в плазме дозозависимым образом.Сообщалось, что гормоны щитовидной железы индуцируют экспрессию FGF21 в печени.Как и глюкагон, концентрации FGF21 в плазме также увеличивались с концентрациями T3 в плазме (дополнительная рис. 5b и ссылка 48), но по сравнению с глюкагоном, концентрации FGF21 в плазме в нашем исследовании не зависели от температуры.Основные причины этого несоответствия требуют дальнейшего изучения, но индукция FGF21, управляемая T3, должна происходить при более высоких уровнях воздействия T3 по сравнению с наблюдаемой реакцией глюкагона, управляемой T3 (дополнительная рис. 5b).
Было показано, что HFD тесно связана с нарушением толерантности к глюкозе и резистентностью к инсулину (маркеры) у мышей, выращенных при 22°C.Однако HFD не был связан ни с нарушением толерантности к глюкозе, ни с резистентностью к инсулину при выращивании в термонейтральной среде (определяемой здесь как 28 °C) 19 .В нашем исследовании эта взаимосвязь не была воспроизведена у мышей DIO, но у мышей с нормальным весом, поддерживаемых при 30 ° C, значительно улучшилась толерантность к глюкозе.Причина этой разницы требует дальнейшего изучения, но на нее может повлиять тот факт, что мыши DIO в нашем исследовании были резистентны к инсулину, с концентрациями С-пептида в плазме натощак и концентрациями инсулина в 12-20 раз выше, чем у мышей с нормальным весом.и в крови натощак.концентрации глюкозы около 10 мМ (около 6 мМ при нормальной массе тела), что, по-видимому, оставляет небольшое окно для любых потенциальных полезных эффектов воздействия термонейтральных условий для улучшения толерантности к глюкозе.Возможный сбивающий с толку фактор заключается в том, что из практических соображений ПГТТ проводят при комнатной температуре.Таким образом, мыши, помещенные при более высоких температурах, испытали легкий холодовой шок, который может повлиять на абсорбцию/клиренс глюкозы.Однако, исходя из сходных концентраций глюкозы в крови натощак в различных температурных группах, изменения температуры окружающей среды, возможно, не оказали существенного влияния на результаты.
Как упоминалось ранее, недавно было подчеркнуто, что повышение комнатной температуры может ослабить некоторые реакции на холодовой стресс, что может поставить под сомнение переносимость данных, полученных с мышей, на людей.Однако неясно, какова оптимальная температура содержания мышей для имитации физиологии человека.На ответ на этот вопрос также может повлиять область исследования и изучаемая конечная точка.Примером этого является влияние диеты на накопление жира в печени, толерантность к глюкозе и резистентность к инсулину19.Что касается расхода энергии, некоторые исследователи считают, что термонейтральность является оптимальной температурой для выращивания, поскольку людям требуется немного дополнительной энергии для поддержания внутренней температуры тела, и они определяют температуру одного круга для взрослых мышей как 30°C7,10.Другие исследователи считают, что температура, сравнимая с той, которую люди обычно испытывают со взрослыми мышами на одном колене, составляет 23-25°C, поскольку они обнаружили, что термонейтральность составляет 26-28°C, а у людей она ниже примерно на 3°C.их более низкая критическая температура, определенная здесь как 23°C, составляет немного 8,12.Наше исследование согласуется с несколькими другими исследованиями, в которых утверждается, что термическая нейтральность не достигается при 26-28°C4, 7, 10, 11, 24, 25, что указывает на то, что 23-25°C является слишком низким.Другим важным фактором, который следует учитывать в отношении комнатной температуры и термонейтральности у мышей, является одиночное или групповое содержание.Когда мышей содержали группами, а не индивидуально, как в нашем исследовании, температурная чувствительность снижалась, возможно, из-за скученности животных.Однако комнатная температура все еще была ниже LTL 25, когда использовали три группы.Возможно, наиболее важным межвидовым различием в этом отношении является количественное значение активности БАТ как защиты от гипотермии.Таким образом, в то время как мыши в значительной степени компенсировали свою более высокую потерю калорий за счет увеличения активности BAT, которая составляет более 60% EE только при 5 ° C,51,52 вклад активности BAT человека в EE был значительно выше, но намного меньше.Следовательно, снижение активности BAT может быть важным способом увеличения трансляции человека.Регуляция активности BAT сложна, но часто опосредована комбинированными эффектами адренергической стимуляции, гормонов щитовидной железы и экспрессии UCP114,54,55,56,57.Наши данные показывают, что температуру необходимо поднять выше 27,5 ° C по сравнению с мышами при 22 ° C, чтобы обнаружить различия в экспрессии генов BAT, ответственных за функцию / активацию.Однако различия, обнаруженные между группами при 30 и 22°C, не всегда указывали на увеличение активности BAT в группе при 22°C, потому что Ucp1, Adrb2 и Vegf-a были подавлены в группе при 22°C.Основная причина этих неожиданных результатов еще предстоит определить.Одна из возможностей заключается в том, что их повышенная экспрессия может отражать не сигнал повышенной комнатной температуры, а скорее острый эффект перемещения их с 30°C до 22°C в день удаления (мыши испытали это за 5-10 минут до взлета). .).
Общее ограничение нашего исследования заключается в том, что мы изучали только самцов мышей.Другие исследования показывают, что пол может быть важным фактором в наших основных показаниях, поскольку самки мышей с одним коленом более чувствительны к температуре из-за более высокой теплопроводности и поддержания более строго контролируемой внутренней температуры.Кроме того, самки мышей (на HFD) показали большую связь потребления энергии с ЭЭ при 30°C по сравнению с самцами мышей, которые потребляли больше мышей того же пола (в данном случае 20°C) 20 .Таким образом, у самок мышей эффект субтермонетрального содержания выше, но имеет ту же закономерность, что и у самцов мышей.В нашем исследовании мы сосредоточились на мышах-самцах с одним коленом, так как это условия, в которых проводится большинство метаболических исследований, изучающих ЭЭ.Другим ограничением нашего исследования было то, что мыши находились на одной и той же диете на протяжении всего исследования, что препятствовало изучению важности комнатной температуры для метаболической гибкости (измеряемой изменениями RER для диетических изменений в составе различных макронутриентов).у самок и самцов мышей, содержащихся при 20°C, по сравнению с соответствующими мышами, содержавшимися при 30°C.
В заключение, наше исследование показывает, что, как и в других исследованиях, мыши с нормальным весом на круге 1 являются термонейтральными при температуре выше предсказанных 27,5°C.Кроме того, наше исследование показывает, что ожирение не является основным изолирующим фактором у мышей с нормальным весом или DIO, что приводит к сходным соотношениям температуры: EE у мышей с DIO и нормальным весом.В то время как потребление пищи мышами с нормальным весом соответствовало EE и, таким образом, поддерживало стабильную массу тела во всем диапазоне температур, потребление пищи мышами DIO было одинаковым при разных температурах, что приводило к более высокому соотношению мышей при 30°C. .при 22°С набирала больше массы тела.В целом, систематические исследования, изучающие потенциальную важность жизни при температурах ниже термонейтральных, оправданы из-за часто наблюдаемой плохой переносимости между исследованиями на мышах и людьми.Например, в исследованиях ожирения частичное объяснение обычно более плохой переводимости может быть связано с тем фактом, что исследования потери веса у мышей обычно проводят на животных с умеренным холодовым стрессом, содержащихся при комнатной температуре из-за их повышенной ЭЭ.Преувеличенная потеря массы тела по сравнению с ожидаемой массой тела человека, особенно если механизм действия зависит от повышения ЭЭ за счет повышения активности БАТ, которая более активна и активируется при комнатной температуре, чем при 30°С.
В соответствии с Датским законом об экспериментах на животных (1987 г.) и Национальными институтами здравоохранения (публикация № 85-23) и Европейской конвенцией по защите позвоночных, используемых в экспериментальных и других научных целях (Совет Европы № 123, Страсбург , 1985).
Двадцатинедельные самцы мышей C57BL/6J были получены от Janvier Saint Berthevin Cedex, Франция, и им давали вволю стандартный корм (Altromin 1324) и воду (~22°C) после 12:12-часового цикла свет:темнота.комнатная температура.Самцы мышей DIO (20 недель) были получены от того же поставщика и им был дан свободный доступ к диете с 45% высоким содержанием жира (кат. № D12451, Research Diet Inc., Нью-Джерси, США) и воде в условиях выращивания.Мышей адаптировали к окружающей среде за неделю до начала исследования.За два дня до перевода в систему непрямой калориметрии мышей взвешивали, подвергали МРТ-сканированию (EchoMRITM, TX, USA) и делили на четыре группы, соответствующие массе тела, жиру и нормальной массе тела.
Графическая схема дизайна исследования показана на рисунке 8. Мышей переводили в закрытую и регулируемую по температуре систему непрямой калориметрии в Sable Systems Internationals (Невада, США), которая включала мониторы качества пищи и воды и рамку Promethion BZ1, которая регистрировала уровни активности путем измерения разрывов луча.XYZ.Мышей (n = 8) содержали по отдельности при температуре 22, 25, 27,5 или 30 °C с использованием подстилки, но без укрытия и материала для гнезд, при цикле свет:темнота 12:12 (свет: 06:00–18:00). .2500мл/мин.Мышей акклиматизировали за 7 дней до регистрации.Записи собирались четыре дня подряд.После этого мышей содержали при соответствующих температурах 25, 27,5 и 30°С в течение дополнительных 12 дней, после чего добавляли концентраты клеток, как описано ниже.При этом группы мышей, содержащихся при 22°С, выдерживали при этой температуре еще два дня (для сбора новых исходных данных), а затем повышали температуру ступенчато на 2°С через день в начале световой фазы ( 06:00) до достижения 30 °C. После этого температуру снижали до 22 °C и собирали данные еще двое суток.После двух дополнительных дней записи при 22°С ко всем клеткам при всех температурах добавляли кожицы, и сбор данных начинали на второй день (17-й день) и в течение трех дней.После этого (20-й день) во все клетки в начале светового цикла (06:00) добавляли гнездовой материал (8-10 г) и собирали данные еще в течение трех дней.Таким образом, в конце исследования мышей, содержавшихся при 22°С, содержали при этой температуре 21/33 дня и при 22°С последние 8 дней, а мышей при других температурах содержали при этой температуре 33 дня./33 дня.Мышей кормили в течение периода исследования.
Мыши с нормальным весом и DIO следовали тем же процедурам исследования.На -9 день мышей взвешивали, делали МРТ и делили на группы, сопоставимые по массе тела и составу тела.На -7 день мышей переводили в закрытую систему непрямой калориметрии с регулируемой температурой производства SABLE Systems International (Невада, США).Мышей содержали индивидуально с подстилкой, но без материалов для гнезд или укрытий.Температура устанавливается на 22, 25, 27,5 или 30 °C.После одной недели акклиматизации (дни от -7 до 0, животных не беспокоили) собирали данные в течение четырех последовательных дней (дни 0-4, данные показаны на фиг. 1, 2, 5).После этого мышей содержали при 25, 27,5 и 30°С в постоянных условиях до 17-го дня.При этом температуру в группе 22°С повышали с интервалом 2°С через день путем корректировки температурного цикла (06:00 ч) в начале светового воздействия (данные представлены на рис. 1). .На 15-й день температура упала до 22°C, и были собраны данные за два дня, чтобы получить исходные данные для последующих обработок.Всем мышам на 17-е сут накладывали шкурки, а на 20-е сут – гнездовой материал (рис. 5).На 23-й день мышей взвешивали и подвергали МРТ-сканированию, а затем оставляли в покое на 24 часа.На 24-й день мыши голодали с начала фотопериода (06:00) и получали ПГТТ (2 г/кг) в 12:00 (6-7 часов голодания).После этого мышей возвращали в их соответствующие условия SABLE и подвергали эвтаназии на второй день (день 25).
Мыши DIO (n = 8) следовали тому же протоколу, что и мыши с нормальным весом (как описано выше и на рисунке 8).Мыши сохраняли 45% HFD на протяжении всего эксперимента по расходу энергии.
VO2 и VCO2, а также давление водяного пара регистрировали с частотой 1 Гц с постоянной времени ячейки 2,5 мин.Потребление пищи и воды регистрировали путем непрерывной записи (1 Гц) веса ведер с едой и водой.Используемый монитор качества сообщил о разрешении 0,002 г.Уровни активности регистрировались с помощью 3D-монитора с массивом лучей XYZ, данные собирались с внутренним разрешением 240 Гц и сообщались каждую секунду для количественной оценки общего пройденного расстояния (м) с эффективным пространственным разрешением 0,25 см.Данные обрабатывали с помощью Sable Systems Macro Interpreter v.2.41, вычисляя EE и RER и отфильтровывая выбросы (например, ложные события приема пищи).Интерпретатор макросов настроен на вывод данных по всем параметрам каждые пять минут.
В дополнение к регулированию ЭЭ температура окружающей среды может также регулировать другие аспекты метаболизма, в том числе постпрандиальный метаболизм глюкозы, регулируя секрецию гормонов, метаболизирующих глюкозу.Чтобы проверить эту гипотезу, мы, наконец, завершили исследование температуры тела, спровоцировав мышей с нормальным весом пероральной нагрузкой глюкозой DIO (2 г/кг).Методы подробно описаны в дополнительных материалах.
В конце исследования (день 25) мышей не кормили в течение 2-3 часов (начиная с 06:00), анестезировали изофлураном и полностью обескровливали ретроорбитальной венепункцией.Количественное определение липидов плазмы и гормонов и липидов в печени описано в дополнительных материалах.
Чтобы выяснить, вызывает ли температура скорлупы внутренние изменения в жировой ткани, влияющие на липолиз, паховую и эпидидимальную жировую ткань вырезали непосредственно у мышей после последней стадии кровотечения.Ткани обрабатывали с использованием недавно разработанного анализа липолиза ex vivo, описанного в дополнительных методах.
Бурая жировая ткань (БЖТ) была собрана в день окончания исследования и обработана, как описано в дополнительных методах.
Данные представлены как среднее ± SEM.Графики были созданы в GraphPad Prism 9 (La Jolla, CA), а графика была отредактирована в Adobe Illustrator (Adobe Systems Incorporated, Сан-Хосе, Калифорния).Статистическую значимость оценивали в GraphPad Prism и тестировали с помощью парного t-критерия, повторных измерений однофакторного/двухфакторного дисперсионного анализа с последующим тестом множественных сравнений Тьюки или непарного однофакторного дисперсионного анализа с последующим тестом множественных сравнений Тьюки по мере необходимости.Гауссово распределение данных было подтверждено тестом нормальности Д'Агостино-Пирсона перед тестированием.Объем выборки указан в соответствующем разделе раздела «Результаты», а также в легенде.Повторение определяется как любое измерение, проводимое на одном и том же животном (in vivo или на образце ткани).Что касается воспроизводимости данных, связь между расходом энергии и температурой тела была продемонстрирована в четырех независимых исследованиях с использованием разных мышей с аналогичным дизайном исследования.
Подробные экспериментальные протоколы, материалы и необработанные данные доступны по разумному запросу от ведущего автора Руне Э. Кухре.В этом исследовании не были получены новые уникальные реагенты, трансгенные линии животных/клеток или данные секвенирования.
Для получения дополнительной информации о дизайне исследования см. реферат Отчета об исследованиях природы, связанный с этой статьей.
Все данные образуют график.1-7 были депонированы в репозиторий базы данных Science, инвентарный номер: 1253.11.sciencedb.02284 или https://doi.org/10.57760/sciencedb.02284.Данные, показанные в ESM, могут быть отправлены в Rune E Kuhre после разумной проверки.
Нильссон К., Раун К., Ян Ф.Ф., Ларсен М.О. и Танг-Кристенсен М. Лабораторные животные как суррогатные модели ожирения человека. Нильссон К., Раун К., Ян Ф.Ф., Ларсен М.О. и Танг-Кристенсен М. Лабораторные животные как суррогатные модели ожирения человека.Нильссон К., Раун К., Ян Ф.Ф., Ларсен М.О.и Танг-Кристенсен М. Лабораторные животные как суррогатные модели человеческого ожирения. Нильссон, К., Раун, К., Ян, Ф.Ф., Ларсен, М.О. и Танг-Кристенсен, М. Нильссон К., Раун К., Ян Ф.Ф., Ларсен М.О. и Танг-Кристенсен М. Экспериментальные животные как модель-заменитель человека.Нильссон К., Раун К., Ян Ф.Ф., Ларсен М.О.и Танг-Кристенсен М. Лабораторные животные как суррогатные модели ожирения у людей.Акта Фармакология.преступление 33, 173–181 (2012).
Гилпин Д.А. Расчет новой константы Ми и экспериментальное определение размера ожога.Бернс 22, 607–611 (1996).
Гордон, С.Дж. Система терморегуляции мыши: ее значение для передачи биомедицинских данных человеку.физиология.Поведение.179, 55-66 (2017).
Фишер А.В., Чикаш Р.И., фон Эссен Г., Кэннон Б. и Недергаард Дж. Отсутствие изолирующего эффекта ожирения. Фишер А.В., Чикаш Р.И., фон Эссен Г., Кэннон Б. и Недергаард Дж. Отсутствие изолирующего эффекта ожирения.Фишер А.В., Чикаш Р.И., фон Эссен Г., Кэннон Б. и Недергаард Дж. Отсутствие изолирующего эффекта ожирения. Фишер А.В., Чикаш Р.И., фон Эссен Г., Кэннон Б. и Недергаард Дж. Фишер А.В., Чикаш Р.И., фон Эссен Г., Кэннон Б. и Недергаард Дж. Фишер А.В., Чикаш Р.И., фон Эссен Г., Кэннон Б. и Недергаард Дж. Ожирение не имеет изолирующего эффекта. Фишер А.В., Чикаш Р.И., фон Эссен Г., Кэннон Б. и Недергаард Дж. Ожирение не имеет изолирующего эффекта.Да.Дж. Физиология.эндокринный.метаболизм.311, E202–E213 (2016).
Ли, П. и др.Адаптированная к температуре бурая жировая ткань модулирует чувствительность к инсулину.Диабет 63, 3686–3698 (2014).
Накхон, К.Дж. и соавт.Более низкая критическая температура и вызванный холодом термогенез были обратно пропорциональны массе тела и скорости основного обмена у худых и полных людей.Дж. Тепло.биология.69, 238–248 (2017).
Фишер, А.В., Кэннон, Б. и Недергаард, Дж. Оптимальные температуры содержания мышей для имитации тепловой среды человека: экспериментальное исследование. Фишер, А.В., Кэннон, Б. и Недергаард, Дж. Оптимальные температуры содержания мышей для имитации тепловой среды человека: экспериментальное исследование.Фишер А.В., Кэннон Б. и Недергаард Дж. Оптимальная температура в доме для мышей, позволяющая имитировать тепловую среду человека: экспериментальное исследование. Фишер, А.В., Кэннон, Б. и Недергаард, Дж. Фишер, А.В., Кэннон, Б. и Недергаард, Дж.Фишер А.В., Кэннон Б. и Недергаард Дж. Оптимальная температура содержания мышей, имитирующих тепловую среду человека: экспериментальное исследование.Мур.метаболизм.7, 161–170 (2018).
Кейер Дж., Ли М. и Спикман Дж. Р. Какова наилучшая температура в помещении для переноса экспериментов с мышами на людей? Кейер Дж., Ли М. и Спикман Дж. Р. Какова наилучшая температура в помещении для переноса экспериментов с мышами на людей?Кейер Дж., Ли М. и Спикман Дж. Р. Какова наилучшая комнатная температура для переноса экспериментов с мышами на людей? Кейджер, Дж., Ли, М. и Спикман, Дж. Р. Кейер, Дж., Ли, М. и Спикман, младшийКейер Дж., Ли М. и Спикман Дж. Р. Какова оптимальная температура скорлупы для переноса экспериментов с мышами на людей?Мур.метаболизм.25, 168–176 (2019).
Seeley, RJ & MacDougald, OA Мыши как экспериментальные модели для физиологии человека: когда несколько градусов в жилище имеют значение. Seeley, RJ & MacDougald, OA Мыши как экспериментальные модели для физиологии человека: когда несколько градусов в жилище имеют значение. Сили, Р. Дж. и Макдугалд, О. А. Мыши как экспериментальные модели для физиологии человека: когда несколько градусов в жилище имеют значение. Сили, Р. Дж. и Макдугалд, О. А. Мыши как экспериментальные модели физиологии человека: когда несколько градусов в жилище имеют значение. Сили, Р. Дж. и Макдугалд, О.А. Сили, Р.Дж. и Макдугалд, О.А. Мыши Сили, Р.Дж. и МакДугалд, О.А. как экспериментальная модель физиологии человека: когда несколько градусов температуры в помещении имеют значение. Мыши Seeley, RJ & MacDougald, OA как экспериментальная модель физиологии человека: когда несколько градусов комнатной температуры имеют значение.Национальный метаболизм.3, 443–445 (2021).
Фишер, А.В., Кэннон, Б. и Недергаард, Дж. Ответ на вопрос «Какова наилучшая температура в помещении для переноса экспериментов с мышами на людей?» Фишер, А.В., Кэннон, Б. и Недергаард, Дж. Ответ на вопрос «Какова наилучшая температура в помещении для переноса экспериментов с мышами на людей?» Фишер, А.В., Кэннон, Б. и Недергаард, Дж. Ответ на вопрос «Какова наилучшая комнатная температура для переноса экспериментов с мышами на людей?» Фишер, А.В., Кэннон, Б. и Недергаард, Дж. Фишер, А.В., Кэннон, Б. и Недергаард, Дж.Фишер А.В., Кэннон Б. и Недергаард Дж. Ответы на вопрос «Какова оптимальная температура скорлупы для переноса экспериментов с мышами на людей?»Да: термонейтральный.Мур.метаболизм.26, 1-3 (2019).
Время публикации: 28 октября 2022 г.