Благодарим вас за посещение Nature.com. Используемая вами версия браузера имеет ограниченную поддержку CSS. Для оптимальной работы рекомендуем использовать обновлённый браузер (или отключить режим совместимости в Internet Explorer). В настоящее время, для обеспечения непрерывной поддержки, мы будем отображать сайт без стилей и JavaScript.
Большинство исследований метаболизма на мышах проводятся при комнатной температуре, хотя в этих условиях, в отличие от людей, мыши тратят много энергии на поддержание внутренней температуры. В данной работе мы описываем нормальный вес и ожирение, вызванное диетой (DIO), у мышей C57BL/6J, которых кормили чау-чау или рационом с высоким содержанием жиров 45%, соответственно. Мыши находились в системе непрямой калориметрии в течение 33 дней при температуре 22, 25, 27,5 и 30 °C. Мы показываем, что расход энергии линейно увеличивается от 30 до 22 °C и примерно на 30% выше при 22 °C в обеих моделях мышей. У мышей с нормальным весом потребление пищи противодействовало EE. Напротив, мыши DIO не снижали потребление пищи при снижении EE. Таким образом, к концу исследования мыши при 30 °C имели более высокую массу тела, жировую массу и уровень глицерина и триглицеридов в плазме, чем мыши при 22 °C. Дисбаланс у мышей DIO может быть связан с увеличением потребления пищи, основанного на удовольствии.
Мышь является наиболее часто используемой животной моделью для изучения физиологии и патофизиологии человека и часто является животным по умолчанию, используемым на ранних стадиях открытия и разработки лекарств. Однако мыши отличаются от людей по нескольким важным физиологическим параметрам, и хотя аллометрическое масштабирование может быть в некоторой степени использовано для переноса на людей, огромные различия между мышами и людьми заключаются в терморегуляции и энергетическом гомеостазе. Это демонстрирует фундаментальное противоречие. Средняя масса тела взрослых мышей по крайней мере в тысячу раз меньше, чем у взрослых (50 г против 50 кг), а отношение площади поверхности к массе отличается примерно в 400 раз из-за нелинейного геометрического преобразования, описанного Ми. Уравнение 2. В результате мыши теряют значительно больше тепла относительно своего объема, поэтому они более чувствительны к температуре, более склонны к гипотермии и имеют среднюю скорость основного обмена в десять раз выше, чем у людей. При стандартной комнатной температуре (~22°C) мышам необходимо увеличить общие энергозатраты (ЭЗ) примерно на 30% для поддержания температуры тела. При более низких температурах ЭЗ увеличивается ещё больше — примерно на 50% и 100% при 15 и 7°C по сравнению с ЭЗ при 22°C. Таким образом, стандартные условия содержания вызывают реакцию на холодовой стресс, что может поставить под угрозу переносимость результатов, полученных на мышах, на людей, поскольку люди, живущие в современных обществах, проводят большую часть времени в термонейтральных условиях (потому что наше меньшее отношение площади поверхностей к объему делает нас менее чувствительными к температуре, поскольку мы создаем вокруг себя термонейтральную зону (TNZ). EE выше основного обмена веществ) охватывает диапазон ~ от 19 до 30 °C6, в то время как у мышей этот диапазон выше и уже, охватывающий всего 2–4 °C7,8. На самом деле, этому важному аспекту в последние годы уделялось значительное внимание4, 7, 8, 9, 10, 11, 12, и было высказано предположение, что некоторые «видовые различия» могут быть смягчены путем повышения температуры панциря9. Однако нет единого мнения о диапазоне температур, который составляет термонейтральность у мышей. Таким образом, вопрос о том, ближе ли нижняя критическая температура в термонейтральном диапазоне у мышей с одним коленом к 25 °C или ближе к 30 °C4, 7, 8, 10, 12, остается спорным. EE и другие метаболические параметры были ограничены часами-днями, поэтому неясно, в какой степени длительное воздействие различных температур может влиять на метаболические параметры, такие как масса тела. потребление, использование субстрата, толерантность к глюкозе и концентрации липидов и глюкозы в плазме и гормонов, регулирующих аппетит. Кроме того, необходимы дальнейшие исследования, чтобы выяснить, в какой степени диета может влиять на эти параметры (мыши DIO на диете с высоким содержанием жиров могут быть больше ориентированы на диету, основанную на удовольствии (гедонистическую)). Чтобы предоставить больше информации по этой теме, мы изучили влияние температуры выращивания на вышеупомянутые метаболические параметры у взрослых самцов мышей с нормальным весом и самцов мышей с ожирением, вызванным диетой (DIO), на диете с высоким содержанием жиров 45%. Мышей содержали при температуре 22, 25, 27,5 или 30 °C в течение как минимум трех недель. Температуры ниже 22 °C не изучались, поскольку стандартное содержание животных редко бывает ниже комнатной температуры. Мы обнаружили, что мыши с нормальным весом и мыши с одним кругом DIO реагировали схожим образом на изменения температуры в вольере с точки зрения EE и независимо от условий вольера (с укрытием/гнездовым материалом или без него). Однако, в то время как мыши с нормальным весом корректировали свое потребление пищи в соответствии с EE, потребление пищи мышами DIO в значительной степени не зависело от EE, в результате чего мыши набирали больше веса. Согласно данным о массе тела, концентрации липидов и кетоновых тел в плазме показали, что мыши DIO при 30 °C имели более положительный энергетический баланс, чем мыши при 22 °C. Основные причины различий в балансе потребления энергии и EE между мышами с нормальным весом и мышами DIO требуют дальнейшего изучения, но могут быть связаны с патофизиологическими изменениями у мышей DIO и эффектом диеты, основанной на удовольствии, в результате диеты с ожирением.
EE линейно увеличивалась от 30 до 22°C и была примерно на 30% выше при 22°C по сравнению с 30°C (рис. 1a,b). Скорость дыхательного обмена (RER) не зависела от температуры (рис. 1c,d). Потребление пищи соответствовало динамике EE и увеличивалось с понижением температуры (также примерно на 30% выше при 22°C по сравнению с 30°C (рис. 1e,f). Потребление воды. Объём и уровень активности не зависели от температуры (рис. 1g). -to).
Самцов мышей (C57BL/6J, возраст 20 недель, индивидуальное содержание, n=7) содержали в метаболических клетках при температуре 22 °C в течение одной недели до начала исследования. Через два дня после сбора фоновых данных температуру повышали с шагом 2 °C в 06:00 часов в день (начало световой фазы). Данные представлены как среднее значение ± стандартная ошибка среднего, а темновая фаза (18:00–06:00 ч) представлена серым прямоугольником. a Расход энергии (ккал/ч), b Общий расход энергии при различных температурах (ккал/24 ч), c Скорость дыхательного обмена (VCO2/VO2: 0,7–1,0), d Среднее значение RER в световую и темную (VCO2/VO2) фазы (нулевое значение определено как 0,7). e совокупное потребление пищи (г), f общее потребление пищи за 24 ч, g общее потребление воды за 24 ч (мл), h общее потребление воды за 24 ч, i кумулятивный уровень активности (м) и j общий уровень активности (м/24 ч). ). Мышей содержали при указанной температуре в течение 48 часов. Данные, представленные для 24, 26, 28 и 30 °C, относятся к последним 24 часам каждого цикла. Мыши оставались сытыми на протяжении всего исследования. Статистическая значимость проверялась путем повторных измерений однофакторного дисперсионного анализа (ANOVA) с последующим множественным сравнительным тестом Тьюки. Звездочки указывают на значимость для начального значения 22 °C, штриховка указывает на значимость между другими указанными группами. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001. *P<0,05, **P<0,01, **P<0,001, ****P<0,0001. *P < 0,05，**P < 0,01，**P < 0,001，****P < 0,0001。 *P < 0,05，**P < 0,01，**P < 0,001，****P < 0,0001。 *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001. *P<0,05, **P<0,01, **P<0,001, ****P<0,0001.Средние значения рассчитывались за весь экспериментальный период (0-192 часа). n = 7.
Как и у мышей с нормальным весом, ЭЭ линейно возрастала с понижением температуры, и в этом случае ЭЭ также была примерно на 30% выше при 22°C по сравнению с 30°C (рис. 2a, b). RER не изменялась при различных температурах (рис. 2c, d). В отличие от мышей с нормальным весом, потребление пищи не зависело от ЭЭ в зависимости от комнатной температуры. Потребление пищи, потребление воды и уровень активности не зависели от температуры (рис. 2e–j).
Самцов мышей DIO (C57BL/6J, 20 недель) индивидуально размещали в метаболических клетках при 22 °C в течение одной недели до начала исследования. Мыши могут употреблять 45% HFD ad libitum. После акклиматизации в течение двух дней собирали исходные данные. Впоследствии температуру повышали с шагом 2 °C через день в 06:00 (начало световой фазы). Данные представлены как среднее значение ± стандартная ошибка среднего, а темная фаза (18:00–06:00 ч) представлена серым прямоугольником. a Расход энергии (ккал/ч), b Общий расход энергии при различных температурах (ккал/24 ч), c Скорость дыхательного обмена (VCO2/VO2: 0,7–1,0), d Среднее значение RER в светлую и темную (VCO2/VO2) фазы (нулевое значение определено как 0,7). e совокупное потребление пищи (г), f общее потребление пищи за 24 ч, g общее потребление воды за 24 ч (мл), h общее потребление воды за 24 ч, i кумулятивный уровень активности (м) и j общий уровень активности (м/24 ч). ). Мышей содержали при указанной температуре в течение 48 часов. Данные, представленные для 24, 26, 28 и 30 °C, относятся к последним 24 часам каждого цикла. Мышей содержали при 45% HFD до конца исследования. Статистическая значимость проверялась путем повторных измерений однофакторного дисперсионного анализа (ANOVA) с последующим множественным сравнительным тестом Тьюки. Звездочки указывают на значимость для начального значения 22 °C, штриховка указывает на значимость между другими указанными группами. *P < 0,05, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *P < 0,05, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *Р<0,05, ***Р<0,001, ****Р<0,0001. *P<0,05, ***P<0,001, ****P<0,0001. *P < 0,05，***P < 0,001，****P < 0,0001。 *P < 0,05，***P < 0,001，****P < 0,0001。 *Р<0,05, ***Р<0,001, ****Р<0,0001. *P<0,05, ***P<0,001, ****P<0,0001.Средние значения рассчитывались за весь экспериментальный период (0-192 часа). n = 7.
В другой серии экспериментов мы исследовали влияние температуры окружающей среды на те же параметры, но на этот раз между группами мышей, постоянно содержавшимися при определённой температуре. Мыши были разделены на четыре группы, чтобы минимизировать статистические изменения среднего значения и стандартного отклонения массы тела, содержания жира и нормальной массы тела (рис. 3a–c). После 7 дней акклиматизации было зарегистрировано 4,5 дня ЭЭ. ЭЭ значительно зависит от температуры окружающей среды как в дневные, так и в ночные часы (рис. 3d), и линейно увеличивается при снижении температуры с 27,5°C до 22°C (рис. 3e). По сравнению с другими группами, RER в группе 25°C был несколько снижен, и различий между остальными группами не было (рис. 3f,g). Потребление пищи, параллельное паттерну ЭЭ a, увеличилось примерно на 30% при 22°C по сравнению с 30°C (рис. 3h,i). Потребление воды и уровни активности достоверно не различались между группами (рис. 3j,k). Воздействие различных температур в течение 33 дней не привело к различиям в массе тела, мышечной массе и жировой массе между группами (рис. 3n-s), но привело к снижению мышечной массы примерно на 15% по сравнению с самооценкой (рис. 3n-s). 3b, r, c)), а жировая масса увеличилась более чем в 2 раза (с ~1 г до 2–3 г, рис. 3c, t, c). К сожалению, 30°C-шкаф имеет ошибки калибровки и не может обеспечить точные данные EE и RER.
- Масса тела (a), мышечная масса (b) и жировая масса (c) через 8 дней (за день до перевода в систему SABLE). d Потребление энергии (ккал/ч). e Среднее потребление энергии (0–108 часов) при различных температурах (ккал/24 часа). f Коэффициент дыхательного обменного процесса (RER) (VCO2/VO2). g Среднее значение RER (VCO2/VO2). h Общее потребление пищи (г). i Среднее потребление пищи (г/24 часа). j Общее потребление воды (мл). k Среднее потребление воды (мл/24 часа). l Кумулятивный уровень активности (м). m Средний уровень активности (м/24 часа). n масса тела на 18-й день, o изменение массы тела (с -8-го по 18-й день), p мышечная масса на 18-й день, q изменение мышечно-мышечной массы (с -8-го по 18-й день), r жировая масса на 18-й день и изменение жировой массы (с -8-го по 18-й день). Статистическая значимость повторных измерений проверялась с помощью однофакторного дисперсионного анализа (ONEW-ANOVA) с последующим применением теста множественных сравнений Тьюки. *P < 0,05, **P < 0,01, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *P < 0,05, **P < 0,01, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *P < 0,05, **P < 0,01, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *P<0,05, **P<0,01, ***P<0,001, ****P<0,0001. *P < 0,05，**P < 0,01，***P < 0,001，****P < 0,0001。 *P < 0,05，**P < 0,01，***P < 0,001，****P < 0,0001。 *P < 0,05, **P < 0,01, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *P<0,05, **P<0,01, ***P<0,001, ****P<0,0001.Данные представлены в виде среднего значения + стандартная ошибка среднего. Темновая фаза (18:00–06:00) представлена серыми прямоугольниками. Точки на гистограммах соответствуют отдельным мышам. Средние значения рассчитаны для всего периода эксперимента (0–108 часов). n = 7.
Мыши были сопоставимы по массе тела, мышечной массе и жировой массе на исходном уровне (рис. 4a–c) и содержались при 22, 25, 27,5 и 30 °C, как в исследованиях с мышами нормального веса. При сравнении групп мышей связь между EE и температурой показала аналогичную линейную зависимость от температуры с течением времени у одних и тех же мышей. Таким образом, мыши, содержащиеся при 22 °C, потребляли примерно на 30% больше энергии, чем мыши, содержащиеся при 30 °C (рис. 4d, e). При изучении эффектов на животных температура не всегда влияла на RER (рис. 4f, g). Потребление пищи, потребление воды и активность не были в значительной степени затронуты температурой (рис. 4h–m). После 33 дней выращивания мыши при 30 °C имели значительно более высокую массу тела, чем мыши при 22 °C (рис. 4n). По сравнению с соответствующими исходными точками, мыши, выращенные при 30 °C, имели значительно более высокую массу тела, чем мыши, выращенные при 22 °C (среднее значение ± стандартная ошибка среднего: рис. 4o). Относительно более высокий прирост массы тела был обусловлен увеличением жировой массы (рис. 4p, q), а не увеличением мышечной массы (рис. 4r, s). В соответствии с более низким значением EE при 30 °C, экспрессия нескольких генов BAT, которые повышают функцию/активность BAT, была снижена при 30 °C по сравнению с 22 °C: Adra1a, Adrb3 и Prdm16. Другие ключевые гены, которые также повышают функцию/активность BAT, не были затронуты: Sema3a (регуляция роста нейритов), Tfam (биогенез митохондрий), Adrb1, Adra2a, Pck1 (глюконеогенез) и Cpt1a. Удивительно, но уровни Ucp1 и Vegf-a, связанные с повышенной термогенной активностью, не снизились в группе, содержавшейся при температуре 30 °C. Более того, у трёх мышей уровень Ucp1 был выше, чем в группе, содержавшейся при температуре 22 °C, а уровни Vegf-a и Adrb2 были значительно повышены. По сравнению с группой, содержавшейся при температуре 22 °C, у мышей, содержавшихся при температуре 25 °C и 27,5 °C, изменений не наблюдалось (Дополнительный рисунок 1).
- Масса тела (a), мышечная масса (b) и жировая масса (c) через 9 дней (за день до перевода в систему SABLE). d Потребление энергии (EE, ккал/ч). e Среднее потребление энергии (0–96 часов) при различных температурах (ккал/24 часа). f Коэффициент дыхательного обмена (RER, VCO2/VO2). g Среднее значение RER (VCO2/VO2). h Общее потребление пищи (г). i Среднее потребление пищи (г/24 часа). j Общее потребление воды (мл). k Среднее потребление воды (мл/24 часа). l Кумулятивный уровень активности (м). m Средний уровень активности (м/24 часа). n Масса тела на 23-й день (г), o Изменение массы тела, p Мышечная масса, q Изменение мышечной массы (г) на 23-й день по сравнению с 9-м днем, Изменение жировой массы (г) на 23-й день, жировая масса (г) по сравнению с 8-м днем, 23-й день по сравнению с 8-м днем. Статистическая значимость повторных измерений проверялась с помощью однофакторного дисперсионного анализа (ONEW-ANOVA) с последующим применением теста множественных сравнений Тьюки. *P < 0,05, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *P < 0,05, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *Р<0,05, ***Р<0,001, ****Р<0,0001. *P<0,05, ***P<0,001, ****P<0,0001. *P < 0,05，***P < 0,001，****P < 0,0001。 *P < 0,05，***P < 0,001，****P < 0,0001。 *Р<0,05, ***Р<0,001, ****Р<0,0001. *P<0,05, ***P<0,001, ****P<0,0001.Данные представлены в виде среднего значения + стандартная ошибка среднего. Темновая фаза (18:00–06:00) представлена серыми прямоугольниками. Точки на гистограммах соответствуют отдельным мышам. Средние значения рассчитывались для всего периода эксперимента (0–96 часов). n = 7.
Как и люди, мыши часто создают микросреду, чтобы уменьшить потерю тепла в окружающую среду. Чтобы количественно оценить важность этой среды для ЭЭ, мы оценили ЭЭ при 22, 25, 27,5 и 30 °C, с или без кожаных защитных кожухов и материала для гнезда. При 22 °C добавление стандартных шкур снижает ЭЭ примерно на 4%. Последующее добавление материала для гнезда снижало ЭЭ на 3–4% (рис. 5a,b). Никаких существенных изменений в RER, потреблении пищи, потреблении воды или уровнях активности не наблюдалось при добавлении домиков или шкур + подстилки (рис. 5i–p). Добавление шкуры и материала для гнезда также значительно снижало ЭЭ при 25 и 30 °C, но ответы были количественно меньше. При 27,5 °C разницы не наблюдалось. Примечательно, что в этих экспериментах ЭЭ снижалась с повышением температуры, в данном случае примерно на 57% ниже, чем ЭЭ при 30°C по сравнению с 22°C (рис. 5c–h). Аналогичный анализ был проведён только для световой фазы, где ЭЭ была ближе к уровню основного обмена, поскольку в этом случае мыши большую часть времени проводили в коже, что привело к сопоставимым размерам эффекта при различных температурах (дополнительный рис. 2a–h).
Данные для мышей из укрытия и гнездового материала (темно-синий), дома, но без гнездового материала (светло-синий), и дома и гнездового материала (оранжевый). Потребление энергии (EE, ккал/ч) для помещений a, c, e и g при 22, 25, 27,5 и 30 °C, b, d, f и h означает EE (ккал/ч). Данные для мышей, содержащихся при 22 °C: i частота дыхания (RER, VCO2/VO2), j средний RER (VCO2/VO2), k совокупное потребление пищи (г), l среднее потребление пищи (г/24 ч), m общее потребление воды (мл), n среднее потребление воды AUC (мл/24 ч), o общая активность (м), p средний уровень активности (м/24 ч). Данные представлены как среднее значение + стандартная ошибка среднего, темная фаза (18:00-06:00 ч) представлена серыми полями. Точки на гистограммах представляют отдельных мышей. Статистическая значимость повторных измерений проверялась с помощью однофакторного дисперсионного анализа (ONEW-ANOVA) с последующим применением теста множественных сравнений Тьюки. *P < 0,05, **P < 0,01. *P < 0,05, **P < 0,01. *Р<0,05, **Р<0,01. *P<0,05, **P<0,01. *P < 0,05，**P < 0,01。 *P < 0,05，**P < 0,01。 *Р<0,05, **Р<0,01. *P<0,05, **P<0,01.Средние значения рассчитывались за весь экспериментальный период (0-72 часа). n = 7.
У мышей с нормальным весом (2–3 часа голодания) содержание при разных температурах не приводило к существенным различиям в плазменных концентрациях ТГ, 3-ГБ, холестерина, АЛТ и АСТ, но ЛПВП зависели от температуры. Рисунки 6a–e). Концентрации лептина, инсулина, С-пептида и глюкагона в плазме натощак также не различались между группами (рисунки 6g–j). В день проведения теста на толерантность к глюкозе (через 31 день при разных температурах) исходный уровень глюкозы в крови (5–6 часов голодания) составлял приблизительно 6,5 мМ, без различий между группами. Введение глюкозы перорально значительно увеличило концентрацию глюкозы в крови во всех группах, но как пиковая концентрация, так и прирост площади под кривыми (iAUC) (15–120 мин) были ниже в группе мышей, содержащихся при температуре 30 °C (отдельные временные точки: P < 0,05–P < 0,0001, рис. 6k, l) по сравнению с мышами, содержащимися при температуре 22, 25 и 27,5 °C (которые не различались между собой). Введение глюкозы перорально значительно увеличило концентрацию глюкозы в крови во всех группах, но как пиковая концентрация, так и прирост площади под кривыми (iAUC) (15–120 мин) были ниже в группе мышей, содержащихся при температуре 30 °C (отдельные временные точки: P < 0,05–P < 0,0001, рис. 6k, l) по сравнению с мышами, содержавшимися при температуре 22, 25 и 27,5 °C (которые не различались между собой). Пероральное введение глюкозы значительно повышало уровень глюкозы в крови во всех группах, но как пиковая концентрация, так и площадь приращения под кривыми (iAUC) (15–120 мин) были ниже в группе мышей, содержащихся при 30 °C (отдельные временные точки: P < 0,05–P < 0,0001, рис. 6k, l) по сравнению с мышами, усваиваются при 22, 25 и 27,5°С (какие не различались между собой). Пероральное введение глюкозы значительно увеличило концентрацию глюкозы в крови во всех группах, но как пиковая концентрация, так и прирост площади под кривыми (iAUC) (15–120 мин) были ниже в группе мышей, содержавшихся при температуре 30 °C (отдельные временные точки: P < 0,05–P < 0,0001, рис. 6k, l) по сравнению с мышами, содержавшимися при температуре 22, 25 и 27,5 °C (которые не отличались друг от друга).Температура воздуха при температуре 30 °C.饲养的小鼠组中，峰值浓度和曲线下增加面积(iAUC) (15-120 分钟) 均较低（各个时间点: P < 0,05–P < 0,0001, 图6k, l), 与饲养在22, 25 Температура 27,5°C.口服 葡萄糖 的 给 药 显着 了 所有组 的 血糖 浓度 但 在 在 在 30 °C 饲养 小鼠组 中 ,浓度 和 曲线 下 增加 面积 面积 (IAUC) (15-120 分钟) 均 较 低 各 个 点 点 点 点 点: P < 0,05–P < 0,0001, 6k, л, 22, 25, 27,5°C.Пероральное введение глюкозы значительно увеличило концентрацию глюкозы в крови во всех группах, но как пиковая концентрация, так и площадь под кривой (iAUC) (15–120 мин) были ниже в группе мышей, получавших пищу при температуре 30 °C (все временные точки).: P < 0,05–P < 0,0001, рис. : P < 0,05–P < 0,0001, рис.6л, л) по сравнению с мышами, содержавшимися при температуре 22, 25 и 27,5°С (разницы между собой не наблюдалось).
Концентрации ТГ, 3-ГБ, холестерина, ЛПВП, АЛТ, АСТ, СЖК, глицерина, лептина, инсулина, С-пептида и глюкагона в плазме представлены у взрослых самцов мышей с диареей (DIO(al)) после 33 дней кормления при указанной температуре. Мышей не кормили за 2–3 часа до забора крови. Исключением был пероральный тест на толерантность к глюкозе, который проводили за два дня до окончания исследования на мышах, голодавших в течение 5–6 часов и содержавшихся при соответствующей температуре в течение 31 дня. Мышам вводили 2 г/кг массы тела. Площадь под кривой (L) выражена как прирост данных (iAUC). Данные представлены как среднее значение ± SEM. Точки представляют отдельные образцы. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001, n = 7. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001, n = 7. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001, n = 7. *P<0,05, **P<0,01, **P<0,001, ****P<0,0001, n=7. *P < 0,05，**P < 0,01，**P < 0,001，****P < 0,0001，n = 7。 *P < 0,05，**P < 0,01，**P < 0,001，****P < 0,0001，n = 7。 *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001, n = 7. *P<0,05, **P<0,01, **P<0,001, ****P<0,0001, n=7.
У мышей DIO (также голодавших в течение 2-3 часов) концентрации холестерина в плазме, ЛПВП, АЛТ, АСТ и СЖК не различались между группами. Как ТГ, так и глицерин были значительно повышены в группе 30 °C по сравнению с группой 22 °C (рисунки 7a–h). Напротив, 3-ГБ был примерно на 25% ниже при 30 °C по сравнению с 22 °C (рисунок 7b). Таким образом, хотя мыши, содержавшиеся при 22 °C, имели общий положительный энергетический баланс, о чем свидетельствует прирост веса, различия в концентрациях ТГ, глицерина и 3-ГБ в плазме позволяют предположить, что у мышей при 22 °C при взятии проб было меньше, чем при 22 °C. °C. Мыши, выращенные при 30 °C, находились в относительно более энергетически отрицательном состоянии. В соответствии с этим, концентрации извлекаемого глицерина и ТГ в печени, но не гликогена и холестерина, были выше в группе 30 °C (Дополнительный рис. 3a–d). Чтобы исследовать, являются ли зависящие от температуры различия в липолизе (измеренные по ТГ и глицерину в плазме) результатом внутренних изменений в эпидидимальном или паховом жире, мы извлекли жировую ткань из этих хранилищ в конце исследования и количественно определили свободные жирные кислоты ex vivo. и высвобождение глицерина. Во всех экспериментальных группах образцы жировой ткани из эпидидимальных и паховых депо показали по крайней мере двукратное увеличение продукции глицерина и свободных жирных кислот в ответ на стимуляцию изопротеренолом (Дополнительный рис. 4a–d). Однако не было обнаружено влияния температуры панциря на базальный или стимулированный изопротеренолом липолиз. В соответствии с более высокой массой тела и жировой массой, уровни лептина в плазме были значительно выше в группе 30 °C, чем в группе 22 °C (Рисунок 7i). Напротив, уровни инсулина и С-пептида в плазме не различались между температурными группами (Рисунок 7k, k), но глюкагон в плазме показал зависимость от температуры, но в этом случае 22 °C в противоположной группе были почти вдвое выше по сравнению с 30 °C. Группа C (Рисунок 7l). FGF21 не различался между различными температурными группами (Рисунок 7m). В день OGTT исходный уровень глюкозы в крови составлял приблизительно 10 мМ и не различался между мышами, содержащимися при разных температурах (Рисунок 7n). Пероральное введение глюкозы повышало уровень глюкозы в крови и достигало пика во всех группах в концентрации приблизительно 18 мМ через 15 минут после введения дозы. Не было выявлено существенных различий в iAUC (15–120 мин) и концентрациях в различные временные точки после введения дозы (15, 30, 60, 90 и 120 мин) (рисунок 7n, o).
Плазменные концентрации ТГ, 3-ГБ, холестерина, ЛПВП, АЛТ, АСТ, СЖК, глицерина, лептина, инсулина, С-пептида, глюкагона и FGF21 были показаны у взрослых самцов мышей с диареей (ао) после 33 дней кормления. указанной температуре. Мышей не кормили за 2-3 часа до забора крови. Пероральный тест на толерантность к глюкозе был исключением, поскольку он проводился в дозе 2 г/кг массы тела за два дня до окончания исследования на мышах, которые голодали в течение 5-6 часов и содержались при соответствующей температуре в течение 31 дня. Площадь под кривой данных (o) показана как инкрементальные данные (iAUC). Данные представлены как среднее значение ± SEM. Точки представляют отдельные образцы. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001, n = 7. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001, n = 7. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001, n = 7. *P<0,05, **P<0,01, **P<0,001, ****P<0,0001, n=7. *P < 0,05，**P < 0,01，**P < 0,001，****P < 0,0001，n = 7。 *P < 0,05，**P < 0,01，**P < 0,001，****P < 0,0001，n = 7。 *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001, n = 7. *P<0,05, **P<0,01, **P<0,001, ****P<0,0001, n=7.
Переносимость данных, полученных на грызунах, на человека – сложный вопрос, играющий центральную роль в интерпретации важности наблюдений в контексте физиологических и фармакологических исследований. По экономическим причинам и для облегчения исследований мышей часто содержат при комнатной температуре ниже их термонейтральной зоны, что приводит к активации различных компенсаторных физиологических систем, которые увеличивают скорость метаболизма и потенциально ухудшают трансляционность9. Таким образом, воздействие холода на мышей может сделать их устойчивыми к ожирению, вызванному диетой, и предотвратить гипергликемию у крыс, получавших стрептозотоцин, благодаря усилению инсулиннезависимого транспорта глюкозы. Однако неясно, в какой степени длительное воздействие различных температур (от комнатной до термонейтральной) влияет на различный энергетический гомеостаз мышей с нормальным весом (на пище) и мышей с дефицитом веса (на высокожировой диете) и метаболические параметры, а также на то, в какой степени они способны компенсировать увеличение ЭЭ увеличением потребления пищи. Представленное в данной статье исследование призвано внести ясность в этот вопрос.
Мы показываем, что у взрослых мышей с нормальным весом и самцов мышей DIO ЭЭ обратно пропорциональна комнатной температуре от 22 до 30 °C. Таким образом, ЭЭ при 22 °C была примерно на 30 % выше, чем при 30 °C. в обеих моделях мышей. Однако важное различие между мышами с нормальным весом и мышами DIO заключается в том, что в то время как мыши с нормальным весом соответствовали ЭЭ при более низких температурах, соответствующим образом регулируя потребление пищи, потребление пищи мышами DIO варьировалось на разных уровнях. Температуры исследования были схожими. Через месяц мыши DIO, содержащиеся при 30 °C, набрали больше массы тела и жировой массы, чем мыши, содержащиеся при 22 °C, тогда как у нормальных людей содержание при той же температуре и в течение того же периода времени не приводило к лихорадке. зависимая разница в массе тела. веса мышей. По сравнению с температурами, близкими к термонейтральным или при комнатной температуре, рост при комнатной температуре привел к тому, что мыши DIO или нормального веса на диете с высоким содержанием жиров, но не на диете для мышей нормального веса, набрали относительно меньше веса. тела. Подтверждено другими исследованиями17,18,19,20,21, но не всеми22,23.
Предполагается, что способность создавать микросреду для снижения потерь тепла сдвигает термонейтральность влево8, 12. В нашем исследовании как добавление гнездового материала, так и укрытие снижали EE, но не приводили к термонейтральности до 28 °C. Таким образом, наши данные не подтверждают, что нижняя точка термонейтральности у взрослых мышей с одним коленом, с домиками, обогащенными средой, или без них, должна быть 26-28 °C, как показано8,12, но это подтверждает другие исследования, показывающие термонейтральность. температуры 30 °C у мышей с низкой точкой7, 10, 24. Чтобы усложнить ситуацию, было показано, что термонейтральная точка у мышей не статична в течение дня, так как она ниже во время фазы покоя (света), возможно, из-за более низкого производства калорий в результате активности и термогенеза, вызванного диетой. Таким образом, в световую фазу нижняя точка термонейтральности оказывается ~29°С, а в темную фазу ~33°С25.
В конечном счёте, связь между температурой окружающей среды и общим потреблением энергии определяется теплоотдачей. В этом контексте отношение площади поверхности к объёму является важным фактором, определяющим тепловую чувствительность, влияя как на теплоотдачу (площадь поверхности), так и на тепловыделение (объем). Помимо площади поверхности, теплопередача также определяется изоляцией (скоростью теплопередачи). У людей жировая масса может снижать потерю тепла, создавая изолирующий барьер вокруг оболочки тела, и было высказано предположение, что жировая масса также важна для теплоизоляции у мышей, понижая термонейтральную точку и снижая температурную чувствительность ниже термонейтральной точки (наклон кривой). температуры окружающей среды по сравнению с EE)12. Наше исследование не было разработано для прямой оценки этой предполагаемой связи, поскольку данные о составе тела были собраны за 9 дней до сбора данных о расходе энергии, а также потому, что жировая масса не была стабильной на протяжении всего исследования. Однако, поскольку у мышей с нормальным весом и DIO ЭЭ при 30 °C на 30% ниже, чем при 22 °C, несмотря на как минимум 5-кратную разницу в жировой массе, наши данные не подтверждают, что ожирение должно обеспечивать базовый теплоизоляционный фактор, по крайней мере, в исследованном диапазоне температур. Это согласуется с другими исследованиями, лучше спланированными для изучения этого вопроса4,24. В этих исследованиях изолирующий эффект ожирения был небольшим, но было обнаружено, что мех обеспечивает 30-50% общей теплоизоляции4,24. Однако у мертвых мышей теплопроводность увеличивалась примерно на 450% сразу после смерти, что позволяет предположить, что изолирующий эффект меха необходим для работы физиологических механизмов, включая вазоконстрикцию. Помимо видовых различий в мехе между мышами и людьми, на слабый изолирующий эффект ожирения у мышей могут также влиять следующие факторы: Изолирующий фактор жировой массы человека в основном опосредован массой подкожного жира (толщиной)26,27. Как правило, у грызунов Менее 20% от общего количества животного жира28. Кроме того, общая масса жира может даже не быть субоптимальным показателем теплоизоляции человека, поскольку утверждается, что улучшенная теплоизоляция компенсируется неизбежным увеличением площади поверхности (и, следовательно, увеличением потери тепла) по мере увеличения массы жира.
У мышей с нормальным весом концентрации ТГ, 3-ГБ, холестерина, ЛПВП, АЛТ и АСТ в плазме натощак не изменялись при различных температурах в течение почти 5 недель, вероятно, потому, что мыши находились в том же состоянии энергетического баланса. были такими же по весу и составу тела, как в конце исследования. В соответствии со сходством в жировой массе, также не было различий в уровнях лептина в плазме, а также в инсулине натощак, С-пептиде и глюкагоне. Больше сигналов было обнаружено у мышей с DIO. Хотя мыши при 22 °C также не имели общего отрицательного энергетического баланса в этом состоянии (поскольку они набирали вес), в конце исследования они были относительно более энергодефицитными по сравнению с мышами, выращенными при 30 °C, в таких условиях, как высокое производство кетонов организмом (3-ГБ) и снижение концентрации глицерина и ТГ в плазме. Однако температурно-зависимые различия в липолизе, по-видимому, не являются результатом внутренних изменений в эпидидимальном или паховом жире, таких как изменения в экспрессии адипогормон-чувствительной липазы, поскольку СЖК и глицерин, высвобождаемые из жира, извлеченного из этих депо, находятся между Температурные группы схожи друг с другом. Хотя мы не исследовали симпатический тонус в текущем исследовании, другие обнаружили, что он (на основе частоты сердечных сокращений и среднего артериального давления) линейно связан с температурой окружающей среды у мышей и приблизительно ниже при 30 °C, чем при 22 °C 20% C Таким образом, температурно-зависимые различия в симпатическом тонусе могут играть роль в липолизе в нашем исследовании, но поскольку повышение симпатического тонуса стимулирует, а не ингибирует липолиз, другие механизмы могут противодействовать этому снижению у культивируемых мышей. Потенциальная роль в расщеплении жира в организме. Комнатная температура. Более того, часть стимулирующего эффекта симпатического тонуса на липолиз косвенно опосредована сильным ингибированием секреции инсулина, что подчеркивает влияние прерывания приема инсулина на липолиз30, но в нашем исследовании инсулина плазмы натощак и симпатического тонуса С-пептида при разных температурах было недостаточно, чтобы изменить липолиз. Вместо этого мы обнаружили, что различия в энергетическом статусе, скорее всего, были основным фактором, способствующим этим различиям у мышей с DIO. Основные причины, которые приводят к лучшей регуляции потребления пищи с помощью EE у мышей с нормальным весом, требуют дальнейшего изучения. В целом, однако, потребление пищи контролируется гомеостатическими и гедонистическими сигналами31,32,33. Хотя ведутся споры о том, какой из двух сигналов количественно важнее31,32,33, хорошо известно, что длительное потребление пищи с высоким содержанием жиров приводит к пищевому поведению, более основанному на удовольствии, которое в некоторой степени не связано с гомеостазом. – регулируемое потребление пищи34,35,36. Следовательно, повышенное гедонистическое пищевое поведение у мышей с диареей (DIO), получавших 45% HFD, может быть одной из причин, по которой эти мыши не уравновешивали потребление пищи с помощью EE. Интересно, что различия в аппетите и уровне гормонов, регулирующих уровень глюкозы в крови, также наблюдались у мышей с диареей (DIO) с контролируемой температурой, но не у мышей с нормальным весом. У мышей с диареей (DIO) уровень лептина в плазме повышался с повышением температуры, а уровень глюкагона снижался. Степень, в которой температура может напрямую влиять на эти различия, заслуживает дальнейшего изучения, но в случае с лептином относительный отрицательный энергетический баланс и, следовательно, более низкая жировая масса у мышей при 22°C, безусловно, играли важную роль, поскольку жировая масса и уровень лептина в плазме сильно коррелируют37. Однако интерпретация сигнала глюкагона более загадочна. Как и в случае с инсулином, секреция глюкагона была сильно подавлена повышением симпатического тонуса, но самый высокий симпатический тонус, как было предсказано, наблюдался в группе с 22°C, где наблюдалась самая высокая концентрация глюкагона в плазме. Инсулин является еще одним сильным регулятором плазменного глюкагона, а инсулинорезистентность и диабет 2 типа тесно связаны с голоданием и постпрандиальной гиперглюкагонемией 38,39 . Однако мыши DIO в нашем исследовании также были нечувствительны к инсулину, поэтому это также не могло быть основным фактором увеличения сигнализации глюкагона в группе 22 ° C. Содержание жира в печени также положительно связано с увеличением концентрации глюкагона в плазме, механизмы которого, в свою очередь, могут включать печеночную резистентность к глюкагону, снижение продукции мочевины, увеличение концентрации циркулирующих аминокислот и увеличение секреции глюкагона, стимулированной аминокислотами40,41,42. Однако, поскольку извлекаемые концентрации глицерина и ТГ не различались между температурными группами в нашем исследовании, это также не могло быть потенциальным фактором увеличения концентраций в плазме в группе 22 ° C. Трийодтиронин (Т3) играет решающую роль в общей скорости метаболизма и запуске метаболической защиты от гипотермии43,44. Таким образом, концентрация Т3 в плазме, возможно, контролируемая центрально опосредованными механизмами45,46, увеличивается как у мышей, так и у людей в условиях, отличных от термонейтральных47, хотя увеличение у людей меньше, к чему более предрасположены мыши. Это согласуется с потерей тепла в окружающую среду. Мы не измеряли концентрацию Т3 в плазме в текущем исследовании, но концентрации могли быть ниже в группе 30 °C, что может объяснить влияние этой группы на уровни глюкагона в плазме, поскольку мы (обновленный рисунок 5a) и другие показали, что Т3 увеличивает уровень глюкагона в плазме в зависимости от дозы. Сообщалось, что тиреоидные гормоны индуцируют экспрессию FGF21 в печени. Как и глюкагон, концентрация FGF21 в плазме также увеличивалась с ростом концентрации Т3 в плазме (дополнительный рис. 5b и ссылка 48), но, в отличие от глюкагона, в нашем исследовании концентрация FGF21 в плазме не зависела от температуры. Причины этого расхождения требуют дальнейшего изучения, но индукция FGF21 под действием Т3 должна происходить при более высоких уровнях воздействия Т3 по сравнению с наблюдаемым ответом, вызванным глюкагоном под действием Т3 (дополнительный рис. 5b).
Было показано, что HFD тесно связан с нарушенной толерантностью к глюкозе и инсулинорезистентностью (маркеры) у мышей, выращенных при 22 °C. Однако HFD не был связан ни с нарушенной толерантностью к глюкозе, ни с инсулинорезистентностью при выращивании в термонейтральной среде (определяемой здесь как 28 °C) 19 . В нашем исследовании эта связь не была воспроизведена у мышей DIO, но мыши с нормальным весом, содержащиеся при 30 °C, значительно улучшили толерантность к глюкозе. Причина этого различия требует дальнейшего изучения, но может быть обусловлена тем фактом, что мыши DIO в нашем исследовании были инсулинорезистентными, с концентрацией С-пептида в плазме натощак и концентрацией инсулина в 12-20 раз выше, чем у мышей с нормальным весом. и в крови натощак. концентрации глюкозы около 10 мМ (около 6 мМ при нормальной массе тела), что, по-видимому, оставляет небольшое окно для любых потенциальных полезных эффектов воздействия термонейтральных условий для улучшения толерантности к глюкозе. Возможным сбивающим с толку фактором является то, что по практическим причинам OGTT проводится при комнатной температуре. Таким образом, мыши, содержавшиеся при более высокой температуре, испытали лёгкий холодовой шок, что может повлиять на усвоение/выведение глюкозы. Однако, учитывая схожие концентрации глюкозы в крови натощак в группах с разной температурой, изменения температуры окружающей среды могли не оказать существенного влияния на результаты.
Как упоминалось ранее, недавно было отмечено, что повышение температуры в помещении может ослабить некоторые реакции на холодовой стресс, что может поставить под сомнение переносимость данных, полученных на мышах, на человека. Однако неясно, какова оптимальная температура для содержания мышей, имитирующая физиологию человека. Ответ на этот вопрос также может зависеть от области исследования и изучаемой конечной точки. Примером этого является влияние диеты на накопление жира в печени, толерантность к глюкозе и инсулинорезистентность19. Что касается энергозатрат, некоторые исследователи считают, что термонейтральность является оптимальной температурой для выращивания, поскольку людям требуется мало дополнительной энергии для поддержания внутренней температуры тела, и они определяют температуру одного колена для взрослых мышей как 30°C7,10. Другие исследователи считают, что температура, сопоставимая с той, которую люди обычно испытывают, когда взрослые мыши стоят на одном колене, составляет 23–25°C, поскольку они обнаружили, что термонейтральность составляет 26–28°C, и, исходя из того, что температура человека ниже примерно на 3°C, их нижняя критическая температура, определяемая здесь как 23°C, немного ниже 8,12. Наше исследование согласуется с несколькими другими исследованиями, в которых утверждается, что термонейтральность не достигается при 26-28 °C4, 7, 10, 11, 24, 25, что указывает на то, что 23-25 °C слишком низкая температура. Другим важным фактором, который следует учитывать при оценке комнатной температуры и термонейтральности у мышей, является одиночное или групповое содержание. При размещении мышей группами, а не индивидуально, как в нашем исследовании, температурная чувствительность снижалась, возможно, из-за скученности животных. Тем не менее, комнатная температура все еще была ниже LTL 25 при использовании трех групп. Возможно, наиболее важным межвидовым различием в этом отношении является количественная значимость активности BAT как защиты от гипотермии. Таким образом, в то время как мыши в значительной степени компенсировали свою более высокую потерю калорий за счет увеличения активности BAT, которая составляет более 60% EE только при 5 °C51,52, вклад активности BAT человека в EE был значительно выше, гораздо меньше. Следовательно, снижение активности BAT может быть важным способом повышения трансляции у человека. Регуляция активности BAT сложна, но часто опосредована комбинированным действием адренергической стимуляции, тиреоидных гормонов и экспрессии UCP114,54,55,56,57. Наши данные показывают, что для выявления различий в экспрессии генов BAT, ответственных за функцию/активацию, необходимо повысить температуру выше 27,5 °C по сравнению с мышами при 22 °C. Однако различия, обнаруженные между группами при 30 и 22 °C, не всегда указывали на повышение активности BAT в группе 22 °C, поскольку экспрессия Ucp1, Adrb2 и Vegf-a в группе 22 °C была снижена. Первопричину этих неожиданных результатов ещё предстоит определить. Одна из возможностей заключается в том, что их повышенная экспрессия может быть связана не с повышенной температурой в помещении, а с острым эффектом перемещения из 30 °C в 22 °C в день эвакуации (мыши испытали это за 5–10 минут до взлёта).
Общим ограничением нашего исследования является то, что мы изучали только самцов мышей. Другие исследования показывают, что пол может быть важным фактором в наших основных показаниях, поскольку самки мышей с одним коленом более чувствительны к температуре из-за более высокой теплопроводности и поддержания более строго контролируемой внутренней температуры. Кроме того, самки мышей (на HFD) показали большую связь потребления энергии с EE при 30 °C по сравнению с самцами мышей, которые потребляли больше мышей того же пола (20 °C в данном случае) 20 . Таким образом, у самок мышей эффект субтермонетрального содержания выше, но имеет ту же закономерность, что и у самцов мышей. В нашем исследовании мы сосредоточились на самцах мышей с одним коленом, так как именно в этих условиях проводится большинство метаболических исследований, изучающих EE. Другим ограничением нашего исследования было то, что мыши находились на одной и той же диете на протяжении всего исследования, что исключало изучение важности комнатной температуры для метаболической гибкости (измеряемой по изменениям RER при изменении диетического состава различных макронутриентов). у самок и самцов мышей, содержащихся при температуре 20°C, по сравнению с соответствующими мышами, содержащимися при температуре 30°C.
В заключение, наше исследование показывает, что, как и в других исследованиях, мыши с нормальным весом на первом круге термонейтральны выше прогнозируемых 27,5 °C. Кроме того, наше исследование показывает, что ожирение не является основным изолирующим фактором у мышей с нормальным весом или с дефицитом тепла, что приводит к схожим соотношениям температура: температура тела у мышей с дефицитом тепла и с нормальным весом. В то время как потребление пищи мышами с нормальным весом соответствовало температуре тела и, таким образом, поддерживало стабильную массу тела во всем диапазоне температур, потребление пищи мышами с дефицитом тепла было одинаковым при разных температурах, что приводит к большему соотношению мышей при 30 °C и при 22 °C, которые набирали больше массы тела. В целом, систематические исследования, изучающие потенциальную важность жизни ниже термонейтральных температур, оправданы из-за часто наблюдаемой плохой переносимости между исследованиями на мышах и людях. Например, в исследованиях ожирения частичное объяснение в целом более низкой транслируемости может быть связано с тем, что исследования потери веса у мышей обычно проводятся на животных, подвергшихся умеренному холодовому стрессу, содержащихся при комнатной температуре из-за их повышенного уровня тепла. Преувеличенная потеря веса по сравнению с ожидаемой массой тела человека, в особенности, если механизм действия зависит от повышения ЭЭ за счет повышения активности БАП, которая при комнатной температуре более активна и активизируется, чем при 30°С.
В соответствии с Законом Дании об экспериментах на животных (1987 г.) и Национальными институтами здравоохранения (публикация № 85-23), а также Европейской конвенцией о защите позвоночных, используемых для экспериментов и иных научных целей (Совет Европы № 123, Страсбург, 1985 г.).
Двадцатинедельные самцы мышей C57BL/6J были получены от Janvier Saint Berthevin Cedex, Франция, и им давали стандартный корм ad libitum (Altromin 1324) и воду (~22 °C) после 12:12 часового цикла свет:темнота. комнатной температуры. Самцы мышей DIO (20 недель) были получены от того же поставщика и им был предоставлен доступ ad libitum к 45% высокожирной диете (кат. № D12451, Research Diet Inc., Нью-Джерси, США) и воде в условиях выращивания. Мыши были адаптированы к окружающей среде за неделю до начала исследования. За два дня до перевода в систему непрямой калориметрии мышей взвешивали, подвергали МРТ-сканированию (EchoMRITM, Техас, США) и разделяли на четыре группы, соответствующие массе тела, жировой массе и нормальной массе тела.
Графическая схема дизайна исследования представлена на рисунке 8. Мышей переводили в закрытую и контролируемую температуру систему непрямой калориметрии в Sable Systems Internationals (Невада, США), которая включала мониторы качества пищи и воды и рамку Promethion BZ1, которая регистрировала уровни активности путем измерения прерываний луча. XYZ. Мышей (n = 8) размещали индивидуально при температуре 22, 25, 27,5 или 30 °C с использованием подстилки, но без укрытия и гнездового материала, на 12:12-часовом цикле свет:темнота (свет: 06:00–18:00). 2500 мл/мин. Мыши акклиматизировались в течение 7 дней до регистрации. Записи собирали четыре дня подряд. После этого мышей содержали при соответствующих температурах 25, 27,5 и 30 °C еще 12 дней, после чего добавляли клеточные концентраты, как описано ниже. Между тем, группы мышей, содержавшихся при 22 ° C, содержались при этой температуре еще два дня (для сбора новых исходных данных), а затем температура увеличивалась с шагом 2 ° C через день в начале световой фазы (06:00) до достижения 30 ° C. После этого температуру понижали до 22 ° C, и данные собирались еще два дня. После двух дополнительных дней записи при 22 ° C, ко всем ячейкам при всех температурах добавляли шкуры, и сбор данных начинался на второй день (день 17) и в течение трех дней. После этого (день 20) во все ячейки добавляли материал для гнезд (8-10 г) в начале светового цикла (06:00), и данные собирались еще три дня. Таким образом, в конце исследования мыши, содержавшиеся при 22 ° C, содержались при этой температуре в течение 21/33 дней и при 22 ° C в течение последних 8 дней, в то время как мыши при других температурах содержались при этой температуре в течение 33 дней . /33 дней. В течение периода исследования мышей кормили.
Нормальный вес и мыши с DIO следовали тем же процедурам исследования. На -9-й день мышей взвешивали, проводили МРТ-сканирование и разделяли на группы, сопоставимые по массе тела и составу тела. На -7-й день мышей переводили в закрытую систему непрямой калориметрии с контролируемой температурой, произведенную SABLE Systems International (Невада, США). Мышей размещали индивидуально с подстилкой, но без материалов для гнездования или укрытия. Температура устанавливалась на 22, 25, 27,5 или 30 °C. Через неделю акклиматизации (дни -7 и 0, животных не беспокоили), данные собирали в течение четырех последовательных дней (дни 0-4, данные показаны на рис. 1, 2, 5). После этого мышей, содержавшихся при температуре 25, 27,5 и 30 °C, содержали в постоянных условиях до 17-го дня. В то же время температура в группе 22 °C повышалась с интервалами 2 °C через день путем корректировки температурного цикла (06:00 ч) в начале светового воздействия (данные представлены на рис. 1). На 15-й день температура снизилась до 22 °C, и два дня данных собирались для обеспечения исходных данных для последующих обработок. На 17-й день всем мышам были добавлены шкуры, а на 20-й день был добавлен материал для гнездования (рис. 5). На 23-й день мышей взвесили и подвергли МРТ-сканированию, после чего оставили одних на 24 часа. На 24-й день мышей не кормили с начала фотопериода (06:00) и давали OGTT (2 г/кг) в 12:00 (6-7 часов голодания). После этого мышей возвращали в соответствующие условия SABLE и подвергали эвтаназии на второй день (25-й день).
Мыши с дефицитом веса (n = 8) следовали тому же протоколу, что и мыши с нормальным весом (как описано выше и на рисунке 8). У мышей поддерживался уровень потребления энергии 45% на протяжении всего эксперимента по энергозатратам.
VO2 и VCO2, а также давление водяного пара, регистрировались с частотой 1 Гц с постоянной времени ячейки 2,5 мин. Потребление пищи и воды собиралось путем непрерывной регистрации (1 Гц) веса ведер с едой и водой. Используемый монитор качества имел разрешение 0,002 г. Уровни активности регистрировались с помощью трехмерного XYZ-лучевого монитора, данные собирались с внутренним разрешением 240 Гц и сообщались ежесекундно для количественной оценки общего пройденного расстояния (м) с эффективным пространственным разрешением 0,25 см. Данные обрабатывались с помощью Sable Systems Macro Interpreter версии 2.41, вычисляющего EE и RER и отфильтровывающего выбросы (например, ложные события приема пищи). Макроинтерпретатор настроен на вывод данных по всем параметрам каждые пять минут.
Помимо регуляции ЭЭ, температура окружающей среды может также регулировать другие аспекты метаболизма, включая постпрандиальный метаболизм глюкозы, регулируя секрецию гормонов, метаболизирующих глюкозу. Для проверки этой гипотезы мы наконец завершили исследование температуры тела, провоцируя мышей с нормальным весом пероральной нагрузкой глюкозой DIO (2 г/кг). Методы исследования подробно описаны в дополнительных материалах.
В конце исследования (25-й день) мышей выдерживали на голодной диете в течение 2–3 часов (начиная с 06:00), анестезировали изофлураном и полностью обескровливали путем ретроорбитальной венепункции. Количественное определение липидов плазмы, гормонов и липидов печени описано в дополнительных материалах.
Чтобы исследовать, вызывают ли температура панциря внутренние изменения в жировой ткани, влияющие на липолиз, паховая и придаточная жировая ткань была иссечена непосредственно у мышей после последней стадии кровотечения. Ткани были исследованы с помощью недавно разработанного метода липолиза ex vivo, описанного в разделе «Дополнительные методы».
Бурую жировую ткань (БЖТ) собирали в день окончания исследования и обрабатывали, как описано в дополнительных методах.
Данные представлены в виде среднего значения ± стандартная ошибка среднего (SEM). Графики были созданы в GraphPad Prism 9 (Ла-Хойя, Калифорния), а графика была отредактирована в Adobe Illustrator (Adobe Systems Incorporated, Сан-Хосе, Калифорния). Статистическая значимость оценивалась в GraphPad Prism и проверялась с помощью парного t-критерия, однофакторного/двухфакторного дисперсионного анализа (ANOVA) с повторными измерениями и последующим критерием множественных сравнений Тьюки или непарного однофакторного дисперсионного анализа (ANOVA) с последующим критерием множественных сравнений Тьюки при необходимости. Гауссово распределение данных было проверено с помощью критерия нормальности Д'Агостино-Пирсона перед тестированием. Размер выборки указан в соответствующем разделе раздела «Результаты», а также в легенде. Повторение определяется как любое измерение, проведенное на одном и том же животном (in vivo или на образце ткани). С точки зрения воспроизводимости данных, связь между расходом энергии и температурой тела была продемонстрирована в четырех независимых исследованиях с использованием разных мышей со схожим дизайном исследования.
Подробные экспериментальные протоколы, материалы и исходные данные доступны по обоснованному запросу у ведущего автора Руне Э. Кухре. В данном исследовании не использовались новые уникальные реагенты, трансгенные линии животных/клеток или данные секвенирования.
Более подробную информацию о дизайне исследования можно найти в аннотации к отчету Nature Research, ссылка на которую приведена в этой статье.
Все данные представлены в виде графика. 1–7 были размещены в репозитории базы данных Science, регистрационный номер: 1253.11.sciencedb.02284 или https://doi.org/10.57760/sciencedb.02284. Данные, представленные в ESM, могут быть отправлены Руне Э. Кухре после разумной проверки.
Нильссон, К., Раун, К., Ян, Ф.Ф., Ларсен, М.О. и Танг-Кристенсен, М. Лабораторные животные как суррогатные модели ожирения человека. Нильссон, К., Раун, К., Ян, Ф.Ф., Ларсен, М.О. и Танг-Кристенсен, М. Лабораторные животные как суррогатные модели ожирения человека.Нильссон К., Раун К., Янг Ф.Ф., Ларсен М.О. и Танг-Кристенсен М. Лабораторные животные как суррогатные модели ожирения человека. Нильссон, К., Раун, К., Ян, Ф.Ф., Ларсен, М.О. и Тан-Кристенсен, М. Нильссон, К., Раун, К., Ян, Ф.Ф., Ларсен, М.О. и Танг-Кристенсен, М. Экспериментальные животные как модель, заменяющая людей.Нильссон К., Раун К., Янг Ф.Ф., Ларсен М.О. и Танг-Кристенсен М. Лабораторные животные как суррогатные модели ожирения у людей.Acta Pharmacology. преступление 33, 173–181 (2012).
Гилпин, Д. А. Расчет новой константы Ми и экспериментальное определение размера ожога. Burns 22, 607–611 (1996).
Гордон, С.Дж. Терморегуляторная система мышей: её значение для передачи биомедицинских данных человеку. Физиология. Поведение. 179, 55-66 (2017).
Фишер А.В., Чикаш Р.И., фон Эссен Г., Кэннон Б. и Недергаард Дж. Отсутствие изолирующего эффекта ожирения. Фишер А.В., Чикаш Р.И., фон Эссен Г., Кэннон Б. и Недергаард Дж. Отсутствие изолирующего эффекта ожирения.Фишер А.В., Чикаш Р.И., фон Эссен Г., Кэннон Б. и Недергаард Дж. Отсутствие изолирующего эффекта ожирения. Фишер А.В., Чикаш Р.И., фон Эссен Г., Кэннон Б. и Недергаард Дж. Фишер А.В., Чикаш Р.И., фон Эссен Г., Кэннон Б. и Недергаард Дж. Фишер А.В., Чикаш Р.И., фон Эссен Г., Кэннон Б. и Недергаард Дж. Ожирение не имеет изолирующего эффекта. Фишер А.В., Чикаш Р.И., фон Эссен Г., Кэннон Б. и Недергаард Дж. Ожирение не оказывает изолирующего эффекта.Да. Журнал физиологии. Эндокринный. Метаболизм. 311, E202–E213 (2016).
Ли, П. и др. Бурая жировая ткань, адаптированная к температуре, модулирует чувствительность к инсулину. Диабет 63, 3686–3698 (2014).
Накхон, К.Дж. и др. Более низкая критическая температура и вызванный холодом термогенез были обратно пропорциональны массе тела и уровню основного обмена у людей с худым и избыточным весом. J. Warmly. Biology. 69, 238–248 (2017).
Фишер, А. В., Кэннон, Б. и Недергаард, Дж. Оптимальные температуры содержания мышей для имитации тепловой среды человека: экспериментальное исследование. Фишер, А. В., Кэннон, Б. и Недергаард, Дж. Оптимальные температуры содержания мышей для имитации тепловой среды человека: экспериментальное исследование.Фишер, А. В., Кэннон, Б. и Недергаард, Дж. Оптимальные температуры в доме для мышей, имитирующие тепловую среду человека: экспериментальное исследование. Фишер А.В., Кэннон Б. и Недергаард Дж. Фишер А.В., Кэннон Б. и Недергаард Дж.Фишер А.В., Кэннон Б. и Недергаард Дж. Оптимальная температура содержания мышей, имитирующая тепловую среду человека: экспериментальное исследование.Мур. Метаболизм. 7, 161–170 (2018).
Кейер, Дж., Ли, М. и Спикман, Дж. Р. Какова наилучшая температура содержания для переноса экспериментов на мышах на людей? Кейер, Дж., Ли, М. и Спикман, Дж. Р. Какова наилучшая температура содержания для переноса экспериментов на мышах на людей?Кейер Дж., Ли М. и Спикман Дж. Р. Какова наилучшая температура в помещении для переноса экспериментов на мышах на людей? Кейер Дж., Ли М. и Спикман Младший. Кейер Дж., Ли М. и Спикман МладшийКейер Дж., Ли М. и Спикман Дж. Р. Какова оптимальная температура оболочки для переноса экспериментов с мышами на людей?Мур. Метаболизм. 25, 168–176 (2019).
Сили, Р. Дж. и Макдугалд, О. А. Мыши как экспериментальные модели для изучения физиологии человека: когда несколько градусов температуры в жилище имеют значение. Сили, Р. Дж. и Макдугалд, О. А. Мыши как экспериментальные модели для изучения физиологии человека: когда несколько градусов температуры в жилище имеют значение. Сили, Р.Дж. и Макдугалд, О.А. Мыши как экспериментальные модели для физиологии человека: несколько градусов в жилище имеют значение. Сили, Р. Дж. и Макдугалд, О. А. Мыши как экспериментальные модели для изучения физиологии человека: когда несколько градусов в жилище имеют значение. Сили, Р.Дж. и Макдугалд, О.А. Сили, Р. Дж. и Макдугалд, О. А. Мыши Сили, Р.Дж. и Макдугалд, О.А. как экспериментальная модель физиологии человека: температура в помещении в несколько градусов имеет значение. Сили, Р. Дж. и Макдугалд, О. А. Мыши как экспериментальная модель физиологии человека: когда несколько градусов комнатной температуры имеют значение.Национальный метаболизм. 3, 443–445 (2021).
Фишер, А. В., Кэннон, Б. и Недергаард, Дж. Ответ на вопрос «Какая наилучшая температура содержания для переноса экспериментов на мышах на людей?» Фишер, А. В., Кэннон, Б. и Недергаард, Дж. Ответ на вопрос «Какая наилучшая температура содержания для переноса экспериментов на мышах на людей?» Фишер, А. В., Кэннон, Б. и Недергаард, Дж. Ответ на вопрос «Какая наилучшая температура в помещении для переноса экспериментов с мышами на людей?» Фишер, А.В., Кэннон, Б. и Недергаард, Дж. Фишер А.В., Кэннон Б. и Недергаард Дж.Фишер А.В., Кэннон Б. и Недергаард Дж. Ответы на вопрос «Какова оптимальная температура оболочки для переноса экспериментов с мышами на людей?»Да: термонейтральный. Мур. Метаболизм. 26, 1-3 (2019).
Время публикации: 28 октября 2022 г.
