Благодарим вас за посещение Nature.com.Версия браузера, которую вы используете, имеет ограниченную поддержку CSS.Для оптимальной работы мы рекомендуем вам использовать обновленный браузер (или отключить режим совместимости в Internet Explorer).Тем временем, чтобы обеспечить постоянную поддержку, мы будем отображать сайт без стилей и JavaScript.
Большинство метаболических исследований на мышах проводится при комнатной температуре, хотя в этих условиях, в отличие от человека, мыши затрачивают много энергии на поддержание внутренней температуры.Здесь мы описываем нормальный вес и ожирение, вызванное диетой (DIO), у мышей C57BL/6J, которых кормили чау-чау или диетой с высоким содержанием жиров 45% соответственно.Мышей помещали на 33 дня при 22, 25, 27,5 и 30°С в систему непрямой калориметрии.Мы показываем, что расход энергии увеличивается линейно от 30°C до 22°C и примерно на 30% выше при 22°C в обеих моделях мышей.У мышей с нормальным весом прием пищи противодействовал ЭЭ.И наоборот, мыши DIO не уменьшали потребление пищи при снижении EE.Таким образом, в конце исследования мыши при 30°C имели более высокую массу тела, жировую массу и уровень глицерина и триглицеридов в плазме, чем мыши при 22°C.Дисбаланс у мышей DIO может быть связан с увеличением количества диет, основанных на удовольствии.
Мышь является наиболее часто используемой животной моделью для изучения физиологии и патофизиологии человека и часто является животным по умолчанию, используемым на ранних стадиях открытия и разработки лекарств.Однако мыши отличаются от людей по нескольким важным физиологическим параметрам, и хотя аллометрическое масштабирование можно в некоторой степени использовать для переноса на человека, огромные различия между мышами и людьми заключаются в терморегуляции и энергетическом гомеостазе.Это демонстрирует фундаментальное противоречие.Средняя масса тела взрослых мышей как минимум в тысячу раз меньше, чем у взрослых (50 г против 50 кг), а отношение площади поверхности к массе отличается примерно в 400 раз из-за нелинейного геометрического преобразования, описанного Ми. .Уравнение 2. В результате мыши теряют значительно больше тепла относительно своего объема, поэтому они более чувствительны к температуре, более склонны к переохлаждению и имеют среднюю скорость основного обмена в десять раз выше, чем у человека.При стандартной комнатной температуре (~22°C) мышам приходится увеличивать общий расход энергии (EE) примерно на 30%, чтобы поддерживать внутреннюю температуру тела.При более низких температурах ЭЭ увеличивается еще больше примерно на 50% и 100% при 15 и 7°С по сравнению с ЭЭ при 22°С.Таким образом, стандартные условия содержания вызывают реакцию холодового стресса, что может поставить под угрозу переносимость результатов мышей на человека, поскольку люди, живущие в современном обществе, проводят большую часть своего времени в термонейтральных условиях (поскольку наше более низкое отношение площади поверхности к объему делает нас менее чувствительными к температура, поскольку мы создаем вокруг себя термонейтральную зону (ТНЗ) выше основного уровня метаболизма) составляет от ~19 до 30°С6, в то время как у мышей имеется более высокий и узкий диапазон, охватывающий всего 2–4°С7,8. На самом деле это важно. Этот аспект привлек значительное внимание в последние годы4, 7,8,9,10,11,12, и было высказано предположение, что некоторые «видовые различия» можно смягчить за счет повышения температуры скорлупы 9. Однако единого мнения относительно температурного диапазона не существует. это составляет термонейтральность у мышей.Таким образом, вопрос о том, находится ли нижняя критическая температура в термонейтральном диапазоне у мышей с одним коленом ближе к 25°C или ближе к 30°C4, 7, 8, 10, 12, остается спорным.ЭЭ и другие метаболические параметры ограничены часами или днями, поэтому неясно, в какой степени длительное воздействие различных температур может повлиять на метаболические параметры, такие как масса тела.потребление, утилизация субстрата, толерантность к глюкозе, а также концентрации липидов и глюкозы в плазме и гормоны, регулирующие аппетит.Кроме того, необходимы дальнейшие исследования, чтобы выяснить, в какой степени диета может влиять на эти параметры (мыши DIO, находящиеся на диете с высоким содержанием жиров, могут быть более ориентированы на диету, основанную на удовольствии (гедонистическую).Чтобы предоставить дополнительную информацию по этой теме, мы исследовали влияние температуры выращивания на вышеупомянутые метаболические параметры у взрослых мышей-самцов с нормальным весом и мышей-самцов с ожирением, вызванным диетой (DIO), на диете с 45% высоким содержанием жиров.Мышей содержали при температуре 22, 25, 27,5 или 30°C в течение как минимум трех недель.Температуры ниже 22°C не изучались, поскольку стандартное содержание животных редко имеет температуру ниже комнатной.Мы обнаружили, что мыши DIO с нормальным весом и с одним кругом одинаково реагировали на изменения температуры в корпусе с точки зрения EE и независимо от состояния вольера (с материалом для укрытия/гнезда или без него).Однако, в то время как мыши с нормальным весом корректировали свое потребление пищи в соответствии с EE, потребление пищи мышами DIO в значительной степени не зависело от EE, в результате чего мыши набирали больше веса.По данным по массе тела, концентрации липидов и кетоновых тел в плазме крови было показано, что мыши DIO при 30°С имели более положительный энергетический баланс, чем мыши при 22°С.Основные причины различий в балансе потребления энергии и ЭЭ между мышами с нормальным весом и DIO требуют дальнейшего изучения, но могут быть связаны с патофизиологическими изменениями у мышей DIO и эффектом диеты, основанной на удовольствии, в результате диеты с ожирением.
ЭЭ увеличивалась линейно от 30 до 22°С и была примерно на 30% выше при 22°С по сравнению с 30°С (рис. 1а,б).Скорость дыхательного обмена (RER) не зависела от температуры (рис. 1в, г).Потребление пищи соответствовало динамике ЭЭ и увеличивалось с понижением температуры (также на ~30% выше при 22°С по сравнению с 30°С (рис. 1д, е). Потребление воды. Объем и уровень активности не зависели от температуры (рис. 1г).-к).
Мышей-самцов (C57BL/6J, возраст 20 недель, индивидуальное содержание, n=7) содержали в метаболических клетках при 22°C в течение одной недели до начала исследования.Через два дня после сбора фоновых данных температура повышалась с шагом 2°C в 06:00 часов в день (начало световой фазы).Данные представлены как среднее значение ± стандартная ошибка среднего, а темновая фаза (18:00–06:00) представлена серым прямоугольником.a Затраты энергии (ккал/ч), b Общие затраты энергии при различных температурах (ккал/24 ч), c Скорость дыхательного обмена (VCO2/VO2: 0,7–1,0), d Средний RER в светлой и темной (VCO2/VO2) фазе (нулевое значение определяется как 0,7).e совокупное потребление пищи (г), f общее потребление пищи за 24 часа, г общее потребление воды за 24 часа (мл), h общее потребление воды за 24 часа, i совокупный уровень активности (м) и j общий уровень активности (м/24 ч).).Мышей содержали при указанной температуре в течение 48 часов.Данные для 24, 26, 28 и 30°C относятся к последним 24 часам каждого цикла.Мышей продолжали кормить на протяжении всего исследования.Статистическую значимость проверяли повторными измерениями однофакторного дисперсионного анализа с последующим тестом множественного сравнения Тьюки.Звездочки указывают значимость для исходного значения 22°C, затенение указывает значимость между другими указанными группами. *P < 0,05, ** P < 0,01, ** P < 0,001, **** P < 0,0001. *P < 0,05, ** P < 0,01, ** P < 0,001, **** P < 0,0001. *Р <0,05, **Р <0,01, **Р <0,001, ****Р <0,0001. *P<0,05, **P<0,01, **P<0,001, ****P<0,0001. *P < 0,05, ** P < 0,01, ** P < 0,001, **** P < 0,0001. *P < 0,05, ** P < 0,01, ** P < 0,001, **** P < 0,0001. *Р <0,05, **Р <0,01, **Р <0,001, ****Р <0,0001. *P<0,05, **P<0,01, **P<0,001, ****P<0,0001.Средние значения рассчитывались за весь экспериментальный период (0-192 часа).п = 7.
Как и в случае мышей с нормальной массой, ЭЭ линейно увеличивалась с понижением температуры, и в этом случае ЭЭ также была примерно на 30% выше при 22°С по сравнению с 30°С (рис. 2а,б).RER не менялся при разных температурах (рис. 2в, г).В отличие от мышей с нормальным весом, потребление пищи не соответствовало зависимости ЭЭ от комнатной температуры.Потребление пищи, воды и уровень активности не зависели от температуры (рис. 2д–к).
Самцов мышей DIO (C57BL/6J, 20 недель) содержали индивидуально в метаболических клетках при 22°C в течение одной недели до начала исследования.Мыши могут использовать 45% HFD без ограничений.После двухдневной акклиматизации были собраны исходные данные.В дальнейшем температуру повышали с шагом 2°С через день в 06:00 (начало световой фазы).Данные представлены как среднее значение ± стандартная ошибка среднего, а темновая фаза (18:00–06:00) представлена серым прямоугольником.a Затраты энергии (ккал/ч), b Общие затраты энергии при различных температурах (ккал/24 ч), c Скорость дыхательного обмена (VCO2/VO2: 0,7–1,0), d Средний RER в светлой и темной (VCO2/VO2) фазе (нулевое значение определяется как 0,7).e совокупное потребление пищи (г), f общее потребление пищи за 24 часа, г общее потребление воды за 24 часа (мл), h общее потребление воды за 24 часа, i совокупный уровень активности (м) и j общий уровень активности (м/24 ч).).Мышей содержали при указанной температуре в течение 48 часов.Данные для 24, 26, 28 и 30°C относятся к последним 24 часам каждого цикла.Мышей содержали при 45% HFD до конца исследования.Статистическую значимость проверяли повторными измерениями однофакторного дисперсионного анализа с последующим тестом множественного сравнения Тьюки.Звездочки указывают значимость для исходного значения 22°C, затенение указывает значимость между другими указанными группами. *P <0,05, ***P <0,001, ****P <0,0001. *P <0,05, ***P <0,001, ****P <0,0001. *Р<0,05, ***Р<0,001, ****Р<0,0001. *P<0,05, ***P<0,001, ****P<0,0001. *P < 0,05, *** P < 0,001, **** P < 0,0001. *P < 0,05, *** P < 0,001, **** P < 0,0001. *Р<0,05, ***Р<0,001, ****Р<0,0001. *P<0,05, ***P<0,001, ****P<0,0001.Средние значения рассчитывались за весь экспериментальный период (0-192 часа).п = 7.
В другой серии экспериментов мы исследовали влияние температуры окружающей среды на те же параметры, но на этот раз между группами мышей, которых постоянно содержали при определенной температуре.Мышей разделили на четыре группы, чтобы минимизировать статистические изменения среднего и стандартного отклонения массы тела, жира и нормальной массы тела (рис. 3а–в).После 7 дней акклиматизации зафиксировано 4,5 дня ЭЭ.ЭЭ существенно зависит от температуры окружающей среды как в светлое время суток, так и в ночное время (рис. 3г), и линейно возрастает при понижении температуры от 27,5°С до 22°С (рис. 3д).По сравнению с другими группами RER группы 25°C был несколько снижен, а между остальными группами различий не было (рис. 3е,ж).Потребление пищи параллельно модели EE a увеличилось примерно на 30% при 22°C по сравнению с 30°C (рис. 3h,i).Уровни потребления воды и активности существенно не различались между группами (рис. 3j,k).Воздействие различных температур в течение до 33 дней не привело к различиям в массе тела, тощей массе и жировой массе между группами (рис. 3н-з), но привело к снижению тощей массы тела примерно на 15% по сравнению с группой самооценочные оценки (рис. 3n-s).3б, г, в)) а жировая масса увеличилась более чем в 2 раза (с ~1 г до 2–3 г, рис. 3в, т, в).К сожалению, 30-градусный шкаф имеет ошибки калибровки и не может предоставить точные данные EE и RER.
- Масса тела (а), тощая масса (б) и жировая масса (в) через 8 дней (за один день до перевода в систему SABLE).d Потребление энергии (ккал/ч).e Среднее потребление энергии (0–108 часов) при различных температурах (ккал/24 часа).f Коэффициент дыхательного обмена (RER) (VCO2/VO2).g Среднее значение RER (VCO2/VO2).h Общее потребление пищи (г).Я имею в виду потребление пищи (г/24 часа).j Общий расход воды (мл).k Среднее потребление воды (мл/24 ч).l Суммарный уровень активности (м).м Средний уровень активности (м/24 ч).n масса тела на 18-й день, o изменение массы тела (с -8-го по 18-й день), p тощая масса на 18-й день, q изменение тощей массы (с -8-го по 18-й день), r жировая масса на 18-й день и изменение жировой массы (от -8 до 18 дней).Статистическую значимость повторных измерений проверяли с помощью Oneway-ANOVA с последующим тестом множественного сравнения Тьюки. *P <0,05, **P <0,01, ***P <0,001, ****P <0,0001. *P <0,05, **P <0,01, ***P <0,001, ****P <0,0001. *Р<0,05, **Р<0,01, ***Р<0,001, ****Р<0,0001. *P<0,05, **P<0,01, ***P<0,001, ****P<0,0001. *P < 0,05, ** P < 0,01, *** P < 0,001, **** P < 0,0001. *P < 0,05, ** P < 0,01, *** P < 0,001, **** P < 0,0001. *Р<0,05, **Р<0,01, ***Р<0,001, ****Р<0,0001. *P<0,05, **P<0,01, ***P<0,001, ****P<0,0001.Данные представлены как среднее значение + стандартная ошибка среднего, темновая фаза (18:00-06:00) представлена серыми прямоугольниками.Точки на гистограммах представляют отдельных мышей.Средние значения рассчитывались за весь экспериментальный период (0-108 часов).п = 7.
Мышей сравнивали по массе тела, мышечной массе и жировой массе на исходном уровне (рис. 4a–c) и поддерживали температуру 22, 25, 27,5 и 30°C, как и в исследованиях с мышами с нормальным весом..При сравнении групп мышей связь между ЭЭ и температурой показала аналогичную линейную зависимость с температурой с течением времени у одних и тех же мышей.Так, мыши, содержавшиеся при 22°С, потребляли примерно на 30% больше энергии, чем мыши, содержавшиеся при 30°С (рис. 4г, д).При изучении эффектов на животных температура не всегда влияла на RER (рис. 4е,ж).На потребление пищи, воды и активность температура существенно не влияла (рис. 4h–m).Через 33 дня выращивания мыши при 30°С имели значительно большую массу тела, чем мыши при 22°С (рис. 4н).По сравнению с соответствующими исходными точками мыши, выращенные при 30°C, имели значительно более высокую массу тела, чем мыши, выращенные при 22°C (среднее значение ± стандартная ошибка среднего: рис. 4o).Относительно более высокий прирост массы тела был обусловлен увеличением жировой массы (рис. 4п, в), а не увеличением мышечной массы (рис. 4р, с).В соответствии с более низким значением EE при 30°C экспрессия нескольких генов BAT, которые увеличивают функцию/активность BAT, была снижена при 30°C по сравнению с 22°C: Adra1a, Adrb3 и Prdm16.Другие ключевые гены, которые также увеличивают функцию/активность BAT, не были затронуты: Sema3a (регуляция роста нейритов), Tfam (митохондриальный биогенез), Adrb1, Adra2a, Pck1 (глюконеогенез) и Cpt1a.Удивительно, но уровни Ucp1 и Vegf-a, связанные с повышенной термогенной активностью, не снизились в группе, подвергавшейся воздействию 30°C.Фактически, уровни Ucp1 у трех мышей были выше, чем в группе с температурой 22°C, а Vegf-a и Adrb2 были значительно повышены.По сравнению с группой, получавшей температуру 22 °C, у мышей, содержавшихся при температуре 25 °C и 27,5 °C, изменений не наблюдалось (дополнительный рисунок 1).
- Масса тела (а), тощая масса (б) и жировая масса (в) через 9 дней (за один день до перевода в систему SABLE).d Энергопотребление (ЭЭ, ккал/ч).e Среднее потребление энергии (0–96 часов) при различных температурах (ккал/24 часа).f Коэффициент дыхательного обмена (RER, VCO2/VO2).g Среднее значение RER (VCO2/VO2).h Общее потребление пищи (г).Я имею в виду потребление пищи (г/24 часа).j Общий расход воды (мл).k Среднее потребление воды (мл/24 ч).l Суммарный уровень активности (м).м Средний уровень активности (м/24 ч).n Масса тела на 23-й день (г), o Изменение массы тела, p Тощая масса, q Изменение мышечной массы (г) на 23-й день по сравнению с 9-м днем, Изменение жировой массы (г) на 23-й день, жир масса (г) по сравнению с 8-м днем, 23-й день по сравнению с -8-м днем.Статистическую значимость повторных измерений проверяли с помощью Oneway-ANOVA с последующим тестом множественного сравнения Тьюки. *P <0,05, ***P <0,001, ****P <0,0001. *P <0,05, ***P <0,001, ****P <0,0001. *Р<0,05, ***Р<0,001, ****Р<0,0001. *P<0,05, ***P<0,001, ****P<0,0001. *P < 0,05, *** P < 0,001, **** P < 0,0001. *P < 0,05, *** P < 0,001, **** P < 0,0001. *Р<0,05, ***Р<0,001, ****Р<0,0001. *P<0,05, ***P<0,001, ****P<0,0001.Данные представлены как среднее значение + стандартная ошибка среднего, темновая фаза (18:00-06:00) представлена серыми прямоугольниками.Точки на гистограммах представляют отдельных мышей.Средние значения рассчитывались за весь экспериментальный период (0-96 часов).п = 7.
Как и люди, мыши часто создают микросреду, чтобы уменьшить потери тепла в окружающую среду.Чтобы количественно оценить важность этой среды для ЭЭ, мы оценили ЭЭ при температуре 22, 25, 27,5 и 30°C, с кожаными ограждениями и гнездовым материалом или без них.При 22°C добавление стандартных шкур снижает ЭЭ примерно на 4%.Последующая добавка гнездового материала снизила ЭЭ на 3–4% (рис. 5а,б).Никаких существенных изменений в RER, потреблении пищи, потреблении воды или уровне активности не наблюдалось при добавлении домиков или шкур + подстилки (рис. 5i-p).Добавление кожи и гнездового материала также значительно снизило ЭЭ при 25 и 30°C, но количественно реакции были меньшими.При 27,5°C разницы не наблюдалось.Примечательно, что в этих экспериментах ЭЭ уменьшалась с повышением температуры, при этом примерно на 57% ниже, чем ЭЭ при 30°С по сравнению с 22°С (рис. 5в–з).Тот же анализ был проведен только для световой фазы, где ЭЭ был ближе к скорости основного обмена, поскольку в этом случае мыши в основном отдыхали на коже, что приводило к сопоставимым размерам эффекта при разных температурах (дополнительный рисунок 2a – h). .
Данные для мышей из материала для убежища и гнезда (темно-синий), материала для дома, но без материала для гнезда (светло-синий), а также материала для дома и гнезда (оранжевый).Потребление энергии (ЭЭ, ккал/ч) для помещений a, c, e и g при 22, 25, 27,5 и 30 °C, b, d, f и h означает ЭЭ (ккал/ч).ip Данные для мышей, содержавшихся при 22°C: i частота дыхания (RER, VCO2/VO2), j среднее значение RER (VCO2/VO2), k совокупное потребление пищи (г), l среднее потребление пищи (г/24 ч), м общее потребление воды (мл), n среднее потребление воды AUC (мл/24 часа), o общая активность (м), p средний уровень активности (м/24 часа).Данные представлены как среднее значение + стандартная ошибка среднего, темновая фаза (18:00-06:00) представлена серыми прямоугольниками.Точки на гистограммах представляют отдельных мышей.Статистическую значимость повторных измерений проверяли с помощью Oneway-ANOVA с последующим тестом множественного сравнения Тьюки. *Р <0,05, **Р<0,01. *Р <0,05, **Р<0,01. *Р<0,05, **Р<0,01. *Р<0,05, **Р<0,01. *P < 0,05, ** P < 0,01. *P < 0,05, ** P < 0,01. *Р<0,05, **Р<0,01. *Р<0,05, **Р<0,01.Средние значения рассчитывались за весь экспериментальный период (0-72 часа).п = 7.
У мышей с нормальным весом (2-3 часа голодания) выращивание при разных температурах не приводило к значительным различиям в концентрациях ТГ, 3-HB, холестерина, АЛТ и АСТ в плазме, а также ЛПВП в зависимости от температуры.Рисунок 6а-д).Концентрации лептина, инсулина, C-пептида и глюкагона в плазме натощак также не различались между группами (рис. 6g–j).В день проведения глюкозотолерантного теста (через 31 день при различных температурах) исходный уровень глюкозы в крови (5-6 часов натощак) составлял примерно 6,5 мМ, без различий между группами. Пероральное введение глюкозы значительно повышало концентрацию глюкозы в крови во всех группах, но как пиковая концентрация, так и приростная площадь под кривыми (iAUC) (15–120 мин) были ниже в группе мышей, содержавшихся при 30 °C (отдельные моменты времени: P < 0,05–P < 0,0001, рис. 6к, л) по сравнению с мышами, содержащимися при 22, 25 и 27,5 °C (которые не отличались между собой). Пероральное введение глюкозы значительно повышало концентрацию глюкозы в крови во всех группах, но как пиковая концентрация, так и приростная площадь под кривыми (iAUC) (15–120 мин) были ниже в группе мышей, содержавшихся при 30 °C (отдельные моменты времени: P < 0,05–P < 0,0001, рис. 6к, л) по сравнению с мышами, содержащимися при 22, 25 и 27,5 °С (которые не отличались между собой). Пероральное введение глюкозы значительно повышало уровень глюкозы в крови во всех группах, но как пиковая концентрация, так и площадь приращения под кривыми (iAUC) (15–120 мин) были ниже в группе мышей, содержащихся при 30 °C (отдельные временные точки: P) < 0,05–P < 0,0001, рис. 6к, л) по сравнению с мышами, сохраняются при 22, 25 и 27,5 °С (некоторые из них не различаются между собой). Пероральное введение глюкозы значительно повышало концентрацию глюкозы в крови во всех группах, но как пиковая концентрация, так и прирост площади под кривыми (iAUC) (15–120 мин) были ниже в группе мышей, получавших 30°C (отдельные временные точки: P < 0,05–120 мин). P < 0,0001, рис. 6к, л) по сравнению с мышами, содержавшимися при 22, 25 и 27,5 °С (которые не отличались друг от друга).Температура воздуха при температуре 30 °C.下增加面积(iAUC) (15-120 分钟) 均较低（各个时间点: P < 0,05–P < 0,0001, 6k, l, 22, 25–27,5°C.口服 葡萄糖 的 给 药 显着 了 所有组 的 血糖 浓度 但 在 在 在 30 ° C 饲养 小鼠组 中, 浓度和 曲线 下 增加 面积 面积 (IAUC) (15-120 分钟) 均 较 低 各 个 点 点 点点 点: P < 0,05–P < 0,0001, 6k, l), 与 饲 养 在22, 25–27,5°C.Пероральное введение глюкозы значительно повышало концентрацию глюкозы в крови во всех группах, но как пиковая концентрация, так и площадь под кривой (iAUC) (15–120 мин) были ниже в группе мышей, получавших пищу при 30°C (все моменты времени).: P < 0,05–P < 0,0001, рис. : P < 0,05–P < 0,0001, рис.6л, л) по сравнению с мышами, содержавшимися при 22, 25 и 27,5°С (отличий друг от друга нет).
Концентрации ТГ, 3-ГВ, холестерина, ЛПВП, АЛТ, АСТ, СЖК, глицерина, лептина, инсулина, С-пептида и глюкагона в плазме показаны у взрослых самцов мышей DIO(al) после 33 дней кормления при указанной температуре. .Мышей не кормили за 2-3 часа до забора крови.Исключением стал пероральный тест на толерантность к глюкозе, который проводился за два дня до окончания исследования на мышах, голодавших в течение 5-6 часов и содержавшихся при соответствующей температуре в течение 31 дня.Мышам вводили дозу 2 г/кг массы тела.Площадь под данными кривой (L) выражается в виде дополнительных данных (iAUC).Данные представлены как среднее ± SEM.Точки представляют отдельные образцы. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001, n = 7. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001, n = 7. *Р <0,05, **Р <0,01, **Р <0,001, ****Р <0,0001, n = 7. *P<0,05, **P<0,01, **P<0,001, ****P<0,0001, n=7. *P < 0,05, ** P < 0,01, ** P < 0,001, **** P < 0,0001, n = 7. *P < 0,05, ** P < 0,01, ** P < 0,001, **** P < 0,0001, n = 7. *Р <0,05, **Р <0,01, **Р <0,001, ****Р <0,0001, n = 7. *P<0,05, **P<0,01, **P<0,001, ****P<0,0001, n=7.
У мышей DIO (также голодавших в течение 2-3 часов) концентрации холестерина в плазме, ЛПВП, АЛТ, АСТ и СЖК не различались между группами.Как ТГ, так и глицерин были значительно повышены в группе с температурой 30°C по сравнению с группой с температурой 22°C (рис. 7a–h).Напротив, 3 ГБ было примерно на 25% ниже при 30°C по сравнению с 22°C (рис. 7b).Таким образом, хотя у мышей, содержавшихся при 22°C, в целом был положительный энергетический баланс, о чем свидетельствует увеличение веса, различия в концентрациях ТГ, глицерина и 3-HB в плазме позволяют предположить, что у мышей при 22°C при взятии пробы был меньше, чем при 22°C. С.°С.Мыши, выращенные при 30°C, находились в относительно более энергетически отрицательном состоянии.В соответствии с этим концентрации экстрагируемого глицерина и ТГ в печени, но не гликогена и холестерина, были выше в группе, получавшей температуру 30 °C (дополнительный рисунок 3a-d).Чтобы выяснить, являются ли температурно-зависимые различия в липолизе (измеряемые ТГ в плазме и глицерином) результатом внутренних изменений в эпидидимальном или паховом жире, мы извлекли жировую ткань из этих запасов в конце исследования и количественно определили количество свободных жирных кислот. виво.и высвобождение глицерина.Во всех экспериментальных группах образцы жировой ткани из придатков яичка и паховых депо показали по крайней мере двукратное увеличение выработки глицерина и СЖК в ответ на стимуляцию изопротеренолом (дополнительный рисунок 4a-d).Однако влияния температуры скорлупы на базальный или изопротеренол-стимулированный липолиз не обнаружено.В соответствии с более высокой массой тела и жировой массой уровни лептина в плазме были значительно выше в группе с температурой 30°C, чем в группе с температурой 22°C (рис. 7i).Напротив, плазменные уровни инсулина и С-пептида не различались между температурными группами (рис. 7к, к), а глюкагон плазмы показал зависимость от температуры, но при этом почти 22°С в противоположной группе сравнивались дважды. до 30°С.ОТ.Группа С (рис. 7л).FGF21 не различался в разных температурных группах (рис. 7м).В день ОГТТ исходный уровень глюкозы в крови составлял примерно 10 мМ и не различался у мышей, содержавшихся при разных температурах (рис. 7н).Пероральное введение глюкозы повышало уровень глюкозы в крови и достигло пика во всех группах при концентрации около 18 мМ через 15 минут после приема.Не было выявлено существенных различий в iAUC (15–120 мин) и концентрациях в разные моменты времени после приема дозы (15, 30, 60, 90 и 120 мин) (рис. 7n, o).
Концентрации в плазме ТГ, 3-HB, холестерина, ЛПВП, АЛТ, АСТ, СЖК, глицерина, лептина, инсулина, С-пептида, глюкагона и FGF21 были показаны у взрослых самцов мышей DIO (ао) после 33 дней кормления.указанная температура.Мышей не кормили за 2-3 часа до забора крови.Исключением стал пероральный глюкозотолерантный тест, который проводился в дозе 2 г/кг массы тела за два дня до окончания исследования на мышах, которых голодали в течение 5-6 часов и содержали при соответствующей температуре в течение 31 дня.Область под данными кривой (o) отображается в виде дополнительных данных (iAUC).Данные представлены как среднее ± SEM.Точки представляют отдельные образцы. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001, n = 7. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001, n = 7. *Р <0,05, **Р <0,01, **Р <0,001, ****Р <0,0001, n = 7. *P<0,05, **P<0,01, **P<0,001, ****P<0,0001, n=7. *P < 0,05, ** P < 0,01, ** P < 0,001, **** P < 0,0001, n = 7. *P < 0,05, ** P < 0,01, ** P < 0,001, **** P < 0,0001, n = 7. *Р <0,05, **Р <0,01, **Р <0,001, ****Р <0,0001, n = 7. *P<0,05, **P<0,01, **P<0,001, ****P<0,0001, n=7.
Передача данных о грызунах человеку — сложная проблема, которая играет центральную роль в интерпретации важности наблюдений в контексте физиологических и фармакологических исследований.По экономическим причинам и для облегчения исследований мышей часто держат при комнатной температуре ниже их термонейтральной зоны, что приводит к активации различных компенсаторных физиологических систем, которые увеличивают скорость метаболизма и потенциально ухудшают переводимость9.Таким образом, воздействие холода на мышей может сделать мышей устойчивыми к ожирению, вызванному диетой, и может предотвратить гипергликемию у крыс, получавших стрептозотоцин, из-за увеличения инсулиннезависимого транспорта глюкозы.Однако неясно, в какой степени длительное воздействие различных соответствующих температур (от комнатной до термонейтральной) влияет на различный энергетический гомеостаз мышей с нормальной массой (на пище) и мышей DIO (на HFD) и метаболические параметры, а также степень благодаря чему они смогли сбалансировать увеличение ЭЭ с увеличением потребления пищи.Исследование, представленное в этой статье, призвано внести некоторую ясность в эту тему.
Мы показываем, что у взрослых мышей с нормальным весом и мышей-самцов DIO ЭЭ обратно пропорциональна комнатной температуре в диапазоне от 22 до 30 ° C.Так, ЭЭ при 22°С была примерно на 30% выше, чем при 30°С.в обеих моделях мышей.Однако важное различие между мышами с нормальным весом и мышами DIO заключается в том, что, хотя мыши с нормальным весом соответствовали EE при более низких температурах за счет соответствующей корректировки потребления пищи, потребление пищи мышами DIO варьировалось на разных уровнях.Температуры исследования были одинаковыми.Через месяц мыши DIO, содержавшиеся при 30°C, набрали больше массы тела и жировой массы, чем мыши, содержавшиеся при 22°C, тогда как у нормальных людей содержание при той же температуре и в течение того же периода времени не приводило к лихорадке.зависимая разница в массе тела.весовые мыши.По сравнению с температурой, близкой к термонейтральной, или при комнатной температуре, рост при комнатной температуре приводил к тому, что мыши DIO или с нормальным весом на диете с высоким содержанием жиров, но не на диете с нормальным весом, набирали относительно меньший вес.тело.Поддерживается другими исследованиями17,18,19,20,21, но не всеми22,23.
Предполагается, что способность создавать микросреду для уменьшения теплопотерь смещает тепловую нейтральность влево8, 12. В нашем исследовании как добавление гнездового материала, так и укрытие снижали ЭЭ, но не приводили к тепловой нейтральности до 28°C.Таким образом, наши данные не подтверждают, что нижняя точка термонейтральности у взрослых мышей с одним коленом, в экологически обогащенных птичниках или без них, должна составлять 26-28°C, как показано8,12, но это подтверждает другие исследования, показывающие термонейтральность.температура 30°C у мышей с низкой точкой7, 10, 24. Ситуация усложняется тем, что термонейтральная точка у мышей не является статичной в течение дня, поскольку она ниже во время фазы покоя (света), возможно, из-за более низкой калорийности. выработка в результате активности и термогенеза, вызванного диетой.Так, в светлой фазе нижняя точка термонейтральности оказывается ~29°С, а в тёмной фазе ~33°С25.
В конечном итоге взаимосвязь между температурой окружающей среды и общим потреблением энергии определяется рассеянием тепла.В этом контексте отношение площади поверхности к объему является важным фактором, определяющим термическую чувствительность, влияющим как на рассеивание тепла (площадь поверхности), так и на выделение тепла (объем).Помимо площади поверхности, теплопередача также определяется изоляцией (скоростью теплопередачи).У людей жировая масса может уменьшать потери тепла, создавая изолирующий барьер вокруг оболочки тела, и было высказано предположение, что жировая масса также важна для теплоизоляции у мышей, снижая термонейтральную точку и уменьшая температурную чувствительность ниже термонейтральной точки ( наклон кривой).температура окружающей среды по сравнению с EE)12.Наше исследование не было предназначено для прямой оценки этой предполагаемой взаимосвязи, поскольку данные о составе тела были собраны за 9 дней до сбора данных о расходе энергии, а также потому, что жировая масса не была стабильной на протяжении всего исследования.Однако, поскольку мыши с нормальным весом и DIO имеют ЭЭ на 30% ниже при 30°C, чем при 22°C, несмотря на по меньшей мере 5-кратную разницу в жировой массе, наши данные не подтверждают, что ожирение должно обеспечивать базовую изоляцию.фактор, по крайней мере, не в исследуемом температурном диапазоне.Это согласуется с другими исследованиями, лучше разработанными для изучения этого вопроса4,24.В этих исследованиях изолирующий эффект ожирения был небольшим, но было обнаружено, что мех обеспечивает 30-50% общей теплоизоляции4,24.Однако у мертвых мышей теплопроводность увеличивалась примерно на 450% сразу после смерти, что позволяет предположить, что изолирующий эффект меха необходим для работы физиологических механизмов, включая вазоконстрикцию.Помимо видовых различий в шерсти между мышами и людьми, на плохой изолирующий эффект ожирения у мышей могут также влиять следующие соображения: Изолирующий фактор жировой массы человека в основном опосредован массой подкожного жира (толщиной)26,27.Обычно у грызунов Менее 20% от общего количества животных жиров28.Кроме того, общая масса жира может даже не быть неоптимальной мерой теплоизоляции человека, поскольку утверждается, что улучшение теплоизоляции компенсируется неизбежным увеличением площади поверхности (и, следовательно, увеличением теплопотерь) по мере увеличения массы жира..
У мышей с нормальным весом концентрации ТГ, 3-ГВ, холестерина, ЛПВП, АЛТ и АСТ в плазме натощак не изменялись при различных температурах в течение почти 5 недель, вероятно, потому, что мыши находились в одинаковом состоянии энергетического баланса.были такими же по весу и составу тела, как и в конце исследования.В соответствии со сходством жировой массы также не было различий в уровнях лептина в плазме, а также в инсулине натощак, С-пептиде и глюкагоне.Больше сигналов было обнаружено у мышей DIO.Хотя мыши при 22°C также не имели общего отрицательного энергетического баланса в этом состоянии (поскольку они набирали вес), в конце исследования они испытывали относительно больший дефицит энергии по сравнению с мышами, выращенными при 30°C, в таких условиях, как высокие кетоны.выработку организмом (3-ГБ) и снижение концентрации глицерина и ТГ в плазме.Тем не менее, температурно-зависимые различия в липолизе, по-видимому, не являются результатом внутренних изменений в эпидидимальном или паховом жире, таких как изменения в экспрессии липазы, реагирующей на адипогормоны, поскольку СЖК и глицерин, высвобождаемые из жира, экстрагированного из этих депо, находятся между температурой и температурой. группы похожи друг на друга.Хотя мы не исследовали симпатический тонус в текущем исследовании, другие обнаружили, что он (на основе частоты сердечных сокращений и среднего артериального давления) линейно связан с температурой окружающей среды у мышей и примерно ниже при 30°C, чем при 22°C. 20% C Таким образом, температурно-зависимые различия в симпатическом тонусе могут играть роль в липолизе в нашем исследовании, но поскольку повышение симпатического тонуса стимулирует, а не ингибирует липолиз, другие механизмы могут противодействовать этому снижению у культивируемых мышей.Потенциальная роль в расщеплении жировых отложений.Комнатная температура.Более того, часть стимулирующего эффекта симпатического тонуса на липолиз косвенно опосредована сильным ингибированием секреции инсулина, что подчеркивает влияние прерывания приема инсулина на липолиз30, но в нашем исследовании инсулин в плазме натощак и симпатический тонус C-пептида при разных температурах были недостаточно, чтобы изменить липолиз.Вместо этого мы обнаружили, что различия в энергетическом статусе, скорее всего, были основной причиной этих различий у мышей DIO.Основные причины, которые приводят к лучшей регуляции потребления пищи с помощью ЭЭ у мышей с нормальным весом, требуют дальнейшего изучения.Однако в целом потребление пищи контролируется гомеостатическими и гедонистическими сигналами31,32,33.Хотя ведутся споры о том, какой из двух сигналов количественно более важен,31,32,33 хорошо известно, что длительное потребление продуктов с высоким содержанием жиров приводит к пищевому поведению, основанному на удовольствии, которое в некоторой степени не связано с гомеостаз..– регламентированный прием пищи34,35,36.Таким образом, повышенное гедонистическое пищевое поведение у мышей DIO, получавших 45% HFD, может быть одной из причин, почему эти мыши не сбалансировали потребление пищи с EE.Интересно, что различия в аппетите и гормонах, регулирующих уровень глюкозы в крови, также наблюдались у мышей DIO с контролируемой температурой, но не у мышей с нормальным весом.У мышей DIO уровни лептина в плазме повышались с температурой, а уровни глюкагона снижались с температурой.Степень, в которой температура может напрямую влиять на эти различия, заслуживает дальнейшего изучения, но в случае с лептином относительный отрицательный энергетический баланс и, следовательно, более низкая жировая масса у мышей при 22°C, безусловно, сыграли важную роль, поскольку масса жира и лептин в плазме сильно коррелируют37.Однако интерпретация сигнала глюкагона более загадочна.Как и в случае с инсулином, секреция глюкагона сильно подавлялась увеличением симпатического тонуса, но самый высокий симпатический тонус прогнозировался в группе, получавшей 22°C, которая имела самые высокие концентрации глюкагона в плазме.Инсулин является еще одним сильным регулятором глюкагона в плазме, а резистентность к инсулину и диабет 2 типа тесно связаны с голоданием и постпрандиальной гиперглюкагонемией 38,39 .Однако мыши DIO в нашем исследовании также были нечувствительны к инсулину, поэтому это также не могло быть основным фактором увеличения передачи сигналов глюкагона в группе 22°C.Содержание жира в печени также положительно связано с увеличением концентрации глюкагона в плазме, механизмы которого, в свою очередь, могут включать резистентность печени к глюкагону, снижение продукции мочевины, увеличение концентрации циркулирующих аминокислот и увеличение секреции глюкагона, стимулируемой аминокислотами40,41. 42.Однако, поскольку в нашем исследовании экстрагируемые концентрации глицерина и ТГ не различались между температурными группами, это также не могло быть потенциальным фактором увеличения концентраций в плазме в группе с температурой 22°C.Трийодтиронин (Т3) играет решающую роль в общей скорости метаболизма и запуске метаболической защиты от гипотермии43,44.Таким образом, концентрация Т3 в плазме, возможно, контролируемая центрально-опосредованными механизмами45,46, увеличивается как у мышей, так и у людей в менее чем термонейтральных условиях47, хотя увеличение у людей меньше, поскольку они более предрасположены к мышам.Это соответствует потерям тепла в окружающую среду.В текущем исследовании мы не измеряли концентрации Т3 в плазме, но концентрации могли быть ниже в группе, получавшей 30°C, что может объяснить влияние этой группы на уровни глюкагона в плазме, поскольку мы (обновленный рисунок 5а) и другие показали, что Т3 увеличивает уровень глюкагона в плазме дозозависимым образом.Сообщалось, что гормоны щитовидной железы индуцируют экспрессию FGF21 в печени.Как и глюкагон, концентрации FGF21 в плазме также увеличивались с концентрацией T3 в плазме (дополнительный рисунок 5b и ссылка 48), но по сравнению с глюкагоном, концентрации FGF21 в плазме в нашем исследовании не зависели от температуры.Основные причины этого несоответствия требуют дальнейшего изучения, но индукция FGF21, обусловленная Т3, должна происходить при более высоких уровнях воздействия Т3 по сравнению с наблюдаемым ответом глюкагона, обусловленным Т3 (дополнительный рисунок 5b).
Было показано, что HFD тесно связан с нарушением толерантности к глюкозе и резистентностью к инсулину (маркеры) у мышей, выращенных при 22°C.Однако HFD не был связан ни с нарушением толерантности к глюкозе, ни с резистентностью к инсулину при выращивании в термонейтральной среде (определяемой здесь как 28 °C) 19 .В нашем исследовании эта связь не была воспроизведена у мышей DIO, но у мышей с нормальным весом, которых содержали при температуре 30°C, значительно улучшалась толерантность к глюкозе.Причина этой разницы требует дальнейшего изучения, но на нее может повлиять тот факт, что мыши DIO в нашем исследовании были инсулинорезистентными, с концентрацией C-пептида в плазме натощак и концентрацией инсулина в 12-20 раз выше, чем у мышей с нормальным весом.и в крови натощак.концентрации глюкозы около 10 мМ (около 6 мМ при нормальной массе тела), что, по-видимому, оставляет небольшое окно для любых потенциальных полезных эффектов воздействия термонейтральных условий на улучшение толерантности к глюкозе.Возможным сбивающим с толку фактором является то, что по практическим соображениям OGTT проводится при комнатной температуре.Таким образом, мыши, помещенные при более высоких температурах, испытали легкий холодовой шок, который может повлиять на всасывание/выведение глюкозы.Однако, учитывая схожие концентрации глюкозы в крови натощак в разных температурных группах, изменения температуры окружающей среды, возможно, не оказали существенного влияния на результаты.
Как упоминалось ранее, недавно было подчеркнуто, что повышение комнатной температуры может ослабить некоторые реакции на холодовой стресс, что может поставить под сомнение возможность передачи данных, полученных от мышей, людям.Однако неясно, какова оптимальная температура для содержания мышей, чтобы имитировать физиологию человека.Ответ на этот вопрос также может зависеть от области исследования и изучаемой конечной точки.Примером этого является влияние диеты на накопление жира в печени, толерантность к глюкозе и резистентность к инсулину19.Что касается затрат энергии, некоторые исследователи считают, что термонейтральность является оптимальной температурой для выращивания, поскольку людям требуется мало дополнительной энергии для поддержания внутренней температуры тела, и они определяют температуру одного круга для взрослых мышей как 30°C7,10.Другие исследователи считают, что температура, сравнимая с той, которую люди обычно испытывают со взрослыми мышами на одном колене, составляет 23-25°C, поскольку они обнаружили, что термонейтральность составляет 26-28°C, а у людей она ниже примерно на 3°C.их нижняя критическая температура, определенная здесь как 23°C, составляет чуть 8,12.Наше исследование согласуется с несколькими другими исследованиями, которые утверждают, что термическая нейтральность не достигается при температуре 26–28°C4, 7, 10, 11, 24, 25, что указывает на то, что температура 23–25°C слишком низкая.Еще одним важным фактором, который следует учитывать в отношении комнатной температуры и термонейтральности мышей, является одиночное или групповое содержание.Когда мышей содержали группами, а не индивидуально, как в нашем исследовании, температурная чувствительность снижалась, возможно, из-за скученности животных.Однако при использовании трех групп комнатная температура все еще была ниже LTL 25.Возможно, наиболее важным межвидовым различием в этом отношении является количественная значимость активности БАТ как защиты от гипотермии.Таким образом, хотя мыши в значительной степени компенсировали свои более высокие потери калорий за счет увеличения активности БАТ, которая составляет более 60% ЭЭ только при 5°C,51,52 вклад человеческой активности БАТ в ЭЭ был значительно выше, но намного меньше.Следовательно, снижение активности BAT может быть важным способом увеличения человеческого перевода.Регуляция активности BAT сложна, но часто опосредована комбинированными эффектами адренергической стимуляции, гормонов щитовидной железы и экспрессии UCP114,54,55,56,57.Наши данные показывают, что температуру необходимо поднять выше 27,5°C по сравнению с мышами при 22°C, чтобы обнаружить различия в экспрессии генов BAT, ответственных за функцию/активацию.Однако различия, обнаруженные между группами при 30 и 22 °C, не всегда указывали на увеличение активности BAT в группе при 22 °C, поскольку активность Ucp1, Adrb2 и Vegf-a была снижена в группе при 22 °C.Первопричину этих неожиданных результатов еще предстоит определить.Одна из возможностей заключается в том, что их повышенная экспрессия может отражать не сигнал повышенной комнатной температуры, а скорее острый эффект от перемещения их с 30°C до 22°C в день удаления (мыши испытывали это за 5-10 минут до взлета). .).
Общим ограничением нашего исследования является то, что мы изучали только мышей-самцов.Другие исследования показывают, что пол может быть важным фактором при наших основных показаниях, поскольку самки мышей с одним коленом более чувствительны к температуре из-за более высокой теплопроводности и поддержания более строго контролируемой внутренней температуры.Кроме того, самки мышей (на HFD) показали большую связь потребления энергии с ЭЭ при 30 °C по сравнению с мышами-самцами, которые потребляли больше мышей того же пола (в данном случае 20 °C) 20 .Таким образом, у мышей-самок эффект субтермонетрального содержания выше, но имеет ту же закономерность, что и у мышей-самцов.В нашем исследовании мы сосредоточились на мышах-самцах с одним коленом, поскольку именно в этих условиях проводится большинство метаболических исследований, изучающих ЭЭ.Еще одним ограничением нашего исследования было то, что мыши находились на одной и той же диете на протяжении всего исследования, что не позволяло изучить важность комнатной температуры для метаболической гибкости (измеряемой по изменениям RER для диетических изменений в различных композициях макронутриентов).у самок и самцов мышей, содержавшихся при температуре 20°C, по сравнению с соответствующими мышами, которых содержали при 30°C.
В заключение, наше исследование показывает, что, как и в других исследованиях, мыши с нормальным весом круга 1 термонейтральны при температуре выше прогнозируемой 27,5 ° C.Кроме того, наше исследование показывает, что ожирение не является основным изолирующим фактором у мышей с нормальным весом или DIO, что приводит к одинаковым соотношениям температура: ЭЭ у мышей DIO и мышей с нормальным весом.В то время как потребление пищи мышами с нормальным весом соответствовало EE и, таким образом, поддерживало стабильную массу тела во всем диапазоне температур, потребление пищи мышами DIO было одинаковым при разных температурах, что приводило к более высокому соотношению мышей при 30 ° C. .при 22°С набирали больше массы тела.В целом, систематические исследования, изучающие потенциальную важность жизни при температурах ниже термонейтральных, оправданы из-за часто наблюдаемой плохой переносимости при исследованиях на мышах и людях.Например, в исследованиях ожирения частичное объяснение плохой переводимости может быть связано с тем фактом, что исследования по снижению веса на мышах обычно проводятся на животных с умеренным холодовым стрессом, содержащихся при комнатной температуре из-за их повышенной ЭЭ.Преувеличенная потеря массы тела по сравнению с ожидаемой массой тела человека, особенно если механизм действия зависит от повышения ЭЭ за счет увеличения активности БАТ, которая более активна и активируется при комнатной температуре, чем при 30°С.
В соответствии с Датским законом об экспериментах на животных (1987 г.), Национальными институтами здравоохранения (публикация № 85-23) и Европейской конвенцией о защите позвоночных, используемых в экспериментальных и других научных целях (Совет Европы № 123, Страсбург) , 1985).
Двадцатинедельные самцы мышей C57BL/6J были получены от Janvier Saint Berthevin Cedex, Франция, и им давали вволю стандартный корм (Altromin 1324) и воду (~22°C) после 12:12-часового цикла свет:темнота.комнатная температура.Мыши-самцы DIO (20 недель) были получены от того же поставщика, и им был предоставлен доступ ad libitum к диете с высоким содержанием жиров 45% (№ по каталогу D12451, Research Diet Inc., Нью-Джерси, США) и воде в условиях выращивания.Мышей адаптировали к окружающей среде за неделю до начала исследования.За два дня до перевода в систему непрямой калориметрии мышей взвешивали, подвергали МРТ-сканированию (EchoMRITM, Техас, США) и делили на четыре группы, соответствующие массе тела, жиру и нормальной массе тела.
Графическая схема исследования показана на рисунке 8. Мышей переводили в закрытую систему непрямой калориметрии с контролируемой температурой в Sable Systems Internationals (Невада, США), которая включала мониторы качества пищи и воды и рамку Promethion BZ1, которая регистрировала уровни активности путем измерения перерывов в лучах.XYZ.Мышей (n = 8) содержали индивидуально при температуре 22, 25, 27,5 или 30°C с использованием подстилки, но без укрытий и гнездового материала, с 12:12-часовым циклом света: темноты (свет: 06:00–18:00). .2500 мл/мин.Мышей акклиматизировали в течение 7 дней перед регистрацией.Записи собирались четыре дня подряд.После этого мышей содержали при соответствующих температурах 25, 27,5 и 30°C в течение дополнительных 12 дней, после чего добавляли клеточные концентраты, как описано ниже.При этом группы мышей, содержавшиеся при температуре 22°С, содержались при этой температуре еще два дня (для сбора новых исходных данных), а затем температуру повышали с шагом 2°С через день в начале световой фазы ( 06:00) до достижения 30°С. После этого температуру снизили до 22°С и собирали данные еще в течение двух дней.После двух дополнительных дней записи при 22°C ко всем клеткам при всех температурах добавляли шкурки, и сбор данных начинался на второй день (день 17) и в течение трех дней.После этого (20-й день) ко всем клеткам в начале светового цикла (06:00) добавляли гнездовой материал (8-10 г) и собирали данные еще в течение трех дней.Таким образом, в конце исследования мыши, содержавшиеся при температуре 22°C, содержались при этой температуре в течение 21/33 дней и при 22°C в течение последних 8 дней, тогда как мыши при других температурах содержались при этой температуре в течение 33 дней./33 дня.Мышей кормили в течение периода исследования.
Мышам с нормальным весом и DIO следовали одни и те же процедуры исследования.На день -9 мышей взвешивали, сканировали с помощью МРТ и делили на группы, сопоставимые по массе тела и составу тела.На -7 день мышей переводили в закрытую систему непрямой калориметрии с контролируемой температурой производства SABLE Systems International (Невада, США).Мышей содержали индивидуально с подстилкой, но без материалов для гнездования и укрытия.Температура устанавливается на 22, 25, 27,5 или 30 °C.После одной недели акклиматизации (дни от -7 до 0, животных не беспокоили) данные собирали в течение четырех последовательных дней (дни 0-4, данные показаны на фиг. 1, 2, 5).В дальнейшем мышей, содержавшихся при 25, 27,5 и 30°С, содержали в постоянных условиях до 17-го дня.При этом в группе 22°С температуру повышали с интервалом 2°С через день путем корректировки температурного цикла (06:00 ч) в начале светового воздействия (данные представлены на рис. 1). .На 15-й день температура упала до 22°C, и за два дня были собраны данные для предоставления исходных данных для последующих обработок.Шкуры добавляли всем мышам на 17-й день, а материал для гнезда добавляли на 20-й день (рис. 5).На 23-й день мышей взвешивали и подвергали МРТ-сканированию, а затем оставляли в покое на 24 часа.На 24-й день мышей голодали с начала фотопериода (06:00) и получали ОГТТ (2 г/кг) в 12:00 (6-7 часов голодания).После этого мышей возвращали в соответствующие условия SABLE и подвергали эвтаназии на второй день (25-й день).
Мыши DIO (n = 8) следовали тому же протоколу, что и мыши с нормальным весом (как описано выше и на фигуре 8).Мыши поддерживали 45% HFD на протяжении всего эксперимента по расходу энергии.
VO2 и VCO2, а также давление водяного пара регистрировали на частоте 1 Гц с постоянной времени ячейки 2,5 мин.Потребление пищи и воды регистрировали путем непрерывной регистрации (1 Гц) веса ведер с едой и водой.Используемый монитор качества сообщил о разрешении 0,002 г.Уровни активности регистрировались с помощью монитора с 3D-матрицей XYZ, данные собирались с внутренним разрешением 240 Гц и сообщались каждую секунду для количественной оценки общего пройденного расстояния (м) с эффективным пространственным разрешением 0,25 см.Данные обрабатывались с помощью Sable Systems Macro Interpreter v.2.41, вычисляя EE и RER и отфильтровывая выбросы (например, ложные события приема пищи).Макросинтерпретатор настроен на вывод данных по всем параметрам каждые пять минут.
Помимо регулирования ЭЭ, температура окружающей среды может также регулировать другие аспекты метаболизма, включая постпрандиальный метаболизм глюкозы, регулируя секрецию гормонов, метаболизирующих глюкозу.Чтобы проверить эту гипотезу, мы, наконец, завершили исследование температуры тела, провоцируя мышей с нормальным весом пероральной нагрузкой глюкозы DIO (2 г/кг).Подробно методы описаны в дополнительных материалах.
В конце исследования (25-й день) мышей голодали в течение 2-3 часов (начиная с 06:00), анестезировали изофлураном и полностью обескровливали ретроорбитальной венепункцией.Количественное определение липидов плазмы, гормонов и липидов в печени описано в дополнительных материалах.
Чтобы выяснить, вызывает ли температура скорлупы внутренние изменения в жировой ткани, влияющие на липолиз, паховую и придаточную жировую ткань вырезали непосредственно у мышей после последней стадии кровотечения.Ткани обрабатывали с использованием недавно разработанного анализа липолиза ex vivo, описанного в дополнительных методах.
Бурую жировую ткань (БЖТ) собирали в день окончания исследования и обрабатывали, как описано в дополнительных методах.
Данные представлены как среднее ± SEM.Графики были созданы в GraphPad Prism 9 (Ла-Хойя, Калифорния), а графика отредактирована в Adobe Illustrator (Adobe Systems Incorporated, Сан-Хосе, Калифорния).Статистическую значимость оценивали в GraphPad Prism и проверяли с помощью парного t-критерия, одностороннего/двустороннего дисперсионного анализа с повторными измерениями с последующим тестом множественных сравнений Тьюки или непарного однофакторного дисперсионного анализа с последующим тестом множественных сравнений Тьюки, при необходимости.Перед тестированием гауссово распределение данных было подтверждено с помощью теста нормальности Д'Агостино-Пирсона.Объем выборки указан в соответствующем разделе раздела «Результаты», а также в легенде.Повторение определяется как любое измерение, проведенное на одном и том же животном (in vivo или на образце ткани).Что касается воспроизводимости данных, связь между расходом энергии и температурой корпуса была продемонстрирована в четырех независимых исследованиях с использованием разных мышей со схожим дизайном исследования.
Подробные протоколы экспериментов, материалы и исходные данные доступны по обоснованному запросу у ведущего автора Руне Э. Кухре.В ходе этого исследования не были получены новые уникальные реагенты, трансгенные линии животных/клеток или данные секвенирования.
Для получения дополнительной информации о дизайне исследования см. аннотацию отчета о природных исследованиях, связанную с этой статьей.
Все данные образуют график.1-7 были депонированы в хранилище базы данных Science, номер доступа: 1253.11.sciencedb.02284 или https://doi.org/10.57760/sciencedb.02284.Данные, показанные в ESM, могут быть отправлены в Rune E Kuhre после надлежащего тестирования.
Нильссон К., Раун К., Ян Ф.Ф., Ларсен М.О. и Тан-Кристенсен М. Лабораторные животные как суррогатные модели человеческого ожирения. Нильссон К., Раун К., Ян Ф.Ф., Ларсен М.О. и Тан-Кристенсен М. Лабораторные животные как суррогатные модели человеческого ожирения.Нильссон К., Раун К., Ян Ф.Ф., Ларсен М.О.и Тан-Кристенсен М. Лабораторные животные как суррогатные модели человеческого ожирения. Нильссон, К., Раун, К., Ян, Ф.Ф., Ларсен, М.О. и Тан-Кристенсен, М. Нильссон К., Раун К., Ян Ф.Ф., Ларсен М.О. и Тан-Кристенсен М. Экспериментальные животные как модель, заменяющая человека.Нильссон К., Раун К., Ян Ф.Ф., Ларсен М.О.и Тан-Кристенсен М. Лабораторные животные как суррогатные модели ожирения у людей.Акта Фармакология.преступление 33, 173–181 (2012).
Гилпин Д.А. Расчет новой константы Ми и экспериментальное определение размера ожога.Бернс 22, 607–611 (1996).
Гордон, С.Дж. Система терморегуляции мыши: ее значение для передачи биомедицинских данных человеку.физиология.Поведение.179, 55–66 (2017).
Фишер А.В., Чикаш Р.И., фон Эссен Г., Кэннон Б. и Недергаард Дж. Отсутствие изолирующего эффекта ожирения. Фишер А.В., Чикаш Р.И., фон Эссен Г., Кэннон Б. и Недергаард Дж. Отсутствие изолирующего эффекта ожирения.Фишер А.В., Чикаш Р.И., фон Эссен Г., Кэннон Б. и Недергаард Дж. Отсутствие изолирующего эффекта ожирения. Фишер А.В., Чикаш Р.И., фон Эссен Г., Кэннон Б. и Недергаард Дж. Фишер А.В., Чикаш Р.И., фон Эссен Г., Кэннон Б. и Недергаард Дж. Фишер А.В., Чикаш Р.И., фон Эссен Г., Кэннон Б. и Недергаард Дж. Ожирение не имеет изолирующего эффекта. Фишер А.В., Чикаш Р.И., фон Эссен Г., Кэннон Б. и Недергаард Дж. Ожирение не оказывает изолирующего эффекта.Да.Дж. Физиология.эндокринная.метаболизм.311, Е202–Е213 (2016).
Ли, П. и др.Адаптированная к температуре бурая жировая ткань модулирует чувствительность к инсулину.Диабет 63, 3686–3698 (2014).
Накхон, К.Дж. и др.Более низкая критическая температура и термогенез, вызванный холодом, были обратно пропорциональны массе тела и скорости основного обмена у худых и избыточных людей.Дж. Тепло.биология.69, 238–248 (2017).
Фишер А.В., Кэннон Б. и Недергаард Дж. Оптимальные температуры содержания мышей, имитирующие тепловую среду человека: экспериментальное исследование. Фишер А.В., Кэннон Б. и Недергаард Дж. Оптимальные температуры содержания мышей, имитирующие тепловую среду человека: экспериментальное исследование.Фишер А.В., Кэннон Б. и Недергаард Дж. Оптимальные температуры в доме для мышей, имитирующие тепловую среду человека: экспериментальное исследование. Фишер А.В., Кэннон Б. и Недергаард Дж. Фишер А.В., Кэннон Б. и Недергаард Дж.Фишер А.В., Кэннон Б. и Недергаард Дж. Оптимальная температура содержания мышей, имитирующая тепловую среду человека: экспериментальное исследование.Мур.метаболизм.7, 161–170 (2018).
Кейер Дж., Ли М. и Спикман Дж.Р. Какова наилучшая температура в помещении для проведения экспериментов на мышах на людях? Кейер Дж., Ли М. и Спикман Дж.Р. Какова наилучшая температура в помещении для проведения экспериментов на мышах на людях?Кейер Дж., Ли М. и Спикман Дж.Р. Какова наилучшая комнатная температура для переноса экспериментов на мышах на человека? Кейер Дж., Ли М. и Спикман Младший. Кейер Дж., Ли М. и Спикман МладшийКейер Дж., Ли М. и Спикман Дж.Р. Какова оптимальная температура скорлупы для переноса экспериментов на мышах на человека?Мур.метаболизм.25, 168–176 (2019).
Сили, Р.Дж. и Макдугалд, О.А. Мыши как экспериментальные модели физиологии человека: когда значение имеют несколько градусов температуры в жилище. Сили, Р.Дж. и Макдугалд, О.А. Мыши как экспериментальные модели физиологии человека: когда значение имеют несколько градусов температуры в жилище. Сили, Р.Дж. и Макдугалд, О.А. Мыши как экспериментальные модели для физиологии человека: несколько градусов в жилище имеют значение. Сили, Р.Дж. и Макдугалд, О.А. Мыши как экспериментальные модели физиологии человека: когда несколько градусов в жилище имеют значение. Сили, Р.Дж. и Макдугалд, О.А. Сили, Р.Дж. и Макдугалд, ОА Мыши Сили, Р.Дж. и Макдугалд, О.А. как экспериментальная модель физиологии человека: температура в помещении в несколько градусов имеет значение. Сили, Р.Дж. и Макдугалд, О.А. Мыши как экспериментальная модель физиологии человека: когда несколько градусов комнатной температуры имеют значение.Национальный метаболизм.3, 443–445 (2021).
Фишер А.В., Кэннон Б. и Недергаард Дж. Ответ на вопрос: «Какая температура в помещении лучше всего подходит для проведения экспериментов на мышах на людях?» Фишер А.В., Кэннон Б. и Недергаард Дж. Ответ на вопрос: «Какая температура в помещении лучше всего подходит для проведения экспериментов на мышах на людях?» Фишер А.В., Кэннон Б. и Недергаард Дж. Ответ на вопрос: «Какая комнатная температура лучше всего подходит для переноса экспериментов на мышах на человека?» Фишер, А.В., Кэннон, Б. и Недергаард, Дж. Фишер А.В., Кэннон Б. и Недергаард Дж.Фишер А.В., Кэннон Б. и Недергаард Дж. Ответы на вопрос «Какова оптимальная температура скорлупы для переноса экспериментов на мышах на человека?»Да: термонейтральный.Мур.метаболизм.26, 1–3 (2019).
Время публикации: 28 октября 2022 г.
