Спасибо за посещение Nature.com. Версия браузера, которую вы используете, имеет ограниченную поддержку CSS. Для наилучшего опыта мы рекомендуем использовать обновленный браузер (или отключить режим совместимости в Internet Explorer). В то же время, чтобы обеспечить постоянную поддержку, мы будем отдавать сайт без стилей и JavaScript.
Большинство метаболических исследований у мышей проводятся при комнатной температуре, хотя в этих условиях, в отличие от людей, мыши тратят много энергии, поддерживающей внутреннюю температуру. Здесь мы описываем нормальный вес и индуцированное диетом ожирение (DIO) у мышей C57BL/6J, получавших чау чау, или диету с высоким содержанием жира с высоким уровнем 45% соответственно. Мышей помещали в течение 33 дней при 22, 25, 27,5 и 30 ° С в косвенной системе калориметрии. Мы показываем, что расходы энергии линейно увеличиваются с 30 ° C до 22 ° C и примерно на 30% выше при 22 ° C в обеих моделях мыши. У мышей с нормальным весом потребление пищи противодействовало EE. И наоборот, мыши DIO не уменьшали потребление пищи, когда EE уменьшилось. Таким образом, в конце исследования у мышей при 30 ° C была более высокая масса тела, жирную массу и глицерин в плазме и триглицериды, чем мыши при 22 ° C. Дисбаланс у мышей DIO может быть связан с увеличением диеты на основе удовольствий.
Мышь является наиболее часто используемой моделью животных для изучения физиологии и патофизиологии человека и часто является животным по умолчанию, используемому на ранних стадиях обнаружения и развития лекарств. Тем не менее, мыши отличаются от людей несколькими важными физиологическими способами, и хотя аллометрическое масштабирование может быть использовано в некоторой степени для перевода в людей, огромные различия между мышами и людьми лежат в терморегуляции и гомеостазе энергии. Это демонстрирует фундаментальное несоответствие. Средняя масса тела у взрослых мышей, по крайней мере, в тысячу раз меньше, чем у взрослых (50 г против 50 кг), а соотношение площади поверхности и массовой Полем Уравнение 2. При стандартной комнатной температуре (~ 22 ° C) мыши должны увеличить их общий расходы на энергию (EE) примерно на 30%, чтобы поддерживать температуру тела ядра. При более низких температурах EE увеличивается еще больше на 50% и 100% при 15 и 7 ° C по сравнению с EE при 22 ° C. Таким образом, стандартные условия жилья вызывают реакцию на холодный стресс, которая может поставить под угрозу передачу результатов мыши для людей, поскольку люди, живущие в современных обществах. Температура, когда мы создаем термонетральную зону (TNZ) вокруг нас. На самом деле, этот важный аспект охватывает только 2–4 ° C7,8, в последние годы 4,8,9,9,10,11,12, и было высказано предположение, что некоторые «различия в видах» могут быть смягчены путем увеличения Температура оболочки 9. Таким образом, является ли более низкая критическая температура в термонетральном диапазоне у мышей с одним коленом ближе к 25 ° C или ближе к 30 ° C4, 7, 8, 10, 12 остается спорным. EE и другие метаболические параметры были ограничены часами до дней, поэтому степень, в которой длительное воздействие различных температур может влиять на метаболические параметры, такие как масса тела, неясно. Потребление, использование субстрата, толерантность к глюкозе и концентрации липидов в плазме и глюкозы и гормоны регулирования аппетита. Кроме того, необходимы дальнейшие исследования, чтобы выяснить, в какой степени диета может влиять на эти параметры (мыши DIO на диете с высоким содержанием жиров могут быть более ориентированы на диету, основанную на удовольствиях (гедонистскую) диету). Чтобы предоставить больше информации по этой теме, мы изучили влияние температуры повышения на вышеупомянутые метаболические параметры у мышей для взрослых в нормальном весе, и мышей с ожирением (DIO), вызванными диетой (DIO), на диете с высоким содержанием жира 45%. Мышей содержали в 22, 25, 27,5 или 30 ° C в течение не менее трех недель. Температура ниже 22 ° C не была изучена, поскольку стандартное корпус животных редко ниже комнатной температуры. Мы обнаружили, что мыши DIO с нормальным весом и однокружным цирком отвечали аналогично изменения температуры корпуса с точки зрения EE и независимо от условия корпуса (с укрытием или без материала для укрытия/гнездования). Однако, в то время как мыши с нормальным весом корректировали потребление пищи в соответствии с EE, потребление пищи мышей DIO в значительной степени не зависит от EE, что приводило к тому, что мыши набирали больше веса. Согласно данным массы тела, концентрации липидов и кетоновых тел в плазме показали, что мыши DIO при 30 ° C имели более положительный энергетический баланс, чем мыши при 22 ° C. Основные причины различий в балансе потребления энергии и EE между нормальным весом и мышами DIO требуют дальнейшего изучения, но могут быть связаны с патофизиологическими изменениями у мышей DIO и влиянием диеты на основе удовольствий в результате диеты с ожирением.
ЭЭ увеличился линейно с 30 до 22 ° C и примерно на 30% выше при 22 ° C по сравнению с 30 ° C (Fig. 1A, B). Респираторный обменный курс (RER) не зависел от температуры (рис. 1C, D). Потребление пищи соответствовало динамике EE и увеличивалось с уменьшением температуры (также на 30% выше при 22 ° C по сравнению с 30 ° C (Fig. 1E, F). Потребление воды. Объем и уровень активности не зависели от температуры (Fig. 1G).
Мужские мыши (C57BL/6J, 20 недель, индивидуальное жилье, n = 7) были размещены в метаболических клетках при 22 ° С в течение одной недели до начала исследования. Через два дня после сбора фоновых данных температура повышалась с шагом 2 ° C при 06:00 в день (начало световой фазы). Данные представлены как среднее значение ± стандартная ошибка среднего значения, а темная фаза (18: 00–06: 00 ч) представлена серой ящиком. Расходы на энергию (KCAL/H), B Общие расходы на энергию при различных температурах (KCAL/24 H), C -дыхательный обменной курс (VCO2/VO2: 0,7–1,0), D средний RER в свете и темной (VCO2/VO2) фазе (нулевое значение определяется как 0,7). E -кумулятивное потребление пищи (G), F 24H общее потребление пищи, G 24 ч общее потребление воды (ML), H 24H общее потребление воды, I -уровни кумулятивного уровня активности (M) и J Общий уровень активности (M/24H). ) Мышей сохраняли при указанной температуре в течение 48 часов. Данные, показанные для 24, 26, 28 и 30 ° C, относятся к последним 24 часам каждого цикла. Мыши оставались питающимися на протяжении всего исследования. Статистическая значимость была проверена с помощью повторных измерений одностороннего ANOVA с последующим множественным сравнительным тестом Тьюки. Звездочки указывают на значимость для начального значения 22 ° C, затенение указывает на значимость между другими группами, как указано. *P <0,05, ** p <0,01, ** p <0,001, **** p <0,0001. *P <0,05, ** p <0,01, ** p <0,001, **** p <0,0001. *P <0,05, ** p <0,01, ** p <0,001, **** p <0 0001. *P <0,05, ** p <0,01, ** p <0,001, **** p <0,0001. *P <0,05 ， ** p <0,01 ， ** p <0,001 ， **** p <0,0001。 *P <0,05 ， ** p <0,01 ， ** p <0,001 ， **** p <0,0001。 *P <0,05, ** p <0,01, ** p <0,001, **** p <0 0001. *P <0,05, ** p <0,01, ** p <0,001, **** p <0,0001.Средние значения были рассчитаны в течение всего экспериментального периода (0-192 часов). n = 7.
Как и в случае мышей с нормальным весом, EE линейно увеличивалась с температурой снижения, и в этом случае EE также примерно на 30% выше при 22 ° C по сравнению с 30 ° C (Fig. 2A, B). RER не изменился при разных температурах (рис. 2C, D). В отличие от мышей с нормальным весом, потребление пищи не соответствовало EE как функции комнатной температуры. Потребление пищи, потребление воды и уровень активности не зависел от температуры (рис. 2E - J).
Мужские (C57BL/6J, 20 недель) мышей DIO находились индивидуально в метаболических клетках при 22 ° C за неделю до начала исследования. Мыши могут использовать 45% HFD AD Libitum. После акклиматизации в течение двух дней были собраны базовые данные. Впоследствии температура повышалась с шагом 2 ° C через день в 06:00 (начало световой фазы). Данные представлены как среднее значение ± стандартная ошибка среднего значения, а темная фаза (18: 00–06: 00 ч) представлена серой ящиком. Расходы на энергию (KCAL/H), B Общие расходы на энергию при различных температурах (KCAL/24 H), C -дыхательный обменной курс (VCO2/VO2: 0,7–1,0), D средний RER в свете и темной (VCO2/VO2) фазе (нулевое значение определяется как 0,7). E -кумулятивное потребление пищи (G), F 24H общее потребление пищи, G 24 ч общее потребление воды (ML), H 24H общее потребление воды, I -уровни кумулятивного уровня активности (M) и J Общий уровень активности (M/24H). ) Мышей сохраняли при указанной температуре в течение 48 часов. Данные, показанные для 24, 26, 28 и 30 ° C, относятся к последним 24 часам каждого цикла. Мышей поддерживали на уровне 45% HFD до конца исследования. Статистическая значимость была проверена с помощью повторных измерений одностороннего ANOVA с последующим множественным сравнительным тестом Тьюки. Звездочки указывают на значимость для начального значения 22 ° C, затенение указывает на значимость между другими группами, как указано. *P <0,05, *** P <0,001, **** p <0,0001. *P <0,05, *** P <0,001, **** p <0,0001. *Р <0,05, *** р <0,001, **** р <0,0001. *P <0,05, *** P <0,001, **** p <0,0001. *Р <0,05 ， *** р <0,001 ， **** р <0,0001。 *Р <0,05 ， *** р <0,001 ， **** р <0,0001。 *Р <0,05, *** р <0,001, **** р <0,0001. *P <0,05, *** P <0,001, **** p <0,0001.Средние значения были рассчитаны в течение всего экспериментального периода (0-192 часов). n = 7.
В другой серии экспериментов мы изучили влияние температуры окружающей среды на те же параметры, но на этот раз между группами мышей, которые постоянно сохранялись при определенной температуре. Мышей были разделены на четыре группы, чтобы минимизировать статистические изменения в среднем и стандартном отклонении массы тела, жира и нормальной массы тела (Fig. 3A - C). После 7 дней акклиматизации было зарегистрировано 4,5 дня EE. ЭЭ значительно влияет на температуру окружающей среды как в дневное время, так и в ночи (рис. 3D), и линейно увеличивается по мере снижения температуры с 27,5 ° C до 22 ° C (рис. 3E). По сравнению с другими группами, RER группы 25 ° C был несколько снижен, и между остальными группами не было различий (Fig. 3F, g). Потребление пищи, параллельно схеме EE, увеличилось примерно на 30% при 22 ° C по сравнению с 30 ° C (рис. 3H, I). Уровни потребления воды и активности значительно не различались между группами (рис. 3J, k). Воздействие различных температур в течение до 33 дней не приводило к различиям в массе тела, мышечной массе и массе жира между группами (рис. 3N-S), но привело к снижению массы мышечного тела приблизительно 15% по сравнению с Самооценки результаты (рис. 3N-S). 3b, r, c)) и жирная масса увеличивалась более чем на 2 раза (от ~ 1 g до 2–3 г, рис. 3C, T, C). К сожалению, шкаф 30 ° C имеет калибровочные ошибки и не может предоставить точные данные EE и RER.
- Вес тела (а), мышечная масса (б) и жирная масса (в) через 8 дней (за один день до переноса в систему соболя). D Потребление энергии (ккал/ч). E Среднее потребление энергии (0–108 часов) при различных температурах (KCAL/24 часа). F -коэффициент респираторного обмена (RER) (VCO2/VO2). G средний RER (VCO2/VO2). H Тотальное потребление пищи (G). Я имею в виду потребление пищи (г/24 часа). J Общее потребление воды (мл). k Среднее потребление воды (мл/24 ч). L Совокупный уровень активности (M). M Средний уровень активности (м/24 ч). n Вес тела на 18 -й день, o Изменение массы тела (с -8 на 18 -й день), P Lean Mass на 18 -й день, Q Изменение бережливой массы (с -8 на 18 -й день), r Жирная масса на 18 -й день. и изменения в жирной массе (с -8 до 18 дней). Статистическая значимость повторных измерений была протестирована Oneway-Anova с последующим множественным сравнительным тестом Тьюки. *P <0,05, ** P <0,01, *** P <0,001, **** P <0,0001. *P <0,05, ** P <0,01, *** P <0,001, **** P <0,0001. *P <0,05, ** P <0,01, *** P <0,001, **** P <0,0001. *P <0,05, ** P <0,01, *** P <0,001, **** P <0,0001. *P <0,05 ， ** p <0,01 ， *** p <0,001 ， **** p <0,0001。 *P <0,05 ， ** p <0,01 ， *** p <0,001 ， **** p <0,0001。 *P <0,05, ** P <0,01, *** P <0,001, **** P <0,0001. *P <0,05, ** P <0,01, *** P <0,001, **** P <0,0001.Данные представлены как среднее значение + стандартная ошибка среднего значения, темная фаза (18: 00-06: 00 ч) представлена серыми коробками. Точки на гистограммах представляют отдельных мышей. Средние значения были рассчитаны в течение всего экспериментального периода (0-108 часов). n = 7.
Мышей соответствовали массе тела, мышечной массе и жирной массе на исходном уровне (рис. 4A - C) и поддерживали при 22, 25, 27,5 и 30 ° C, как в исследованиях с мышами с нормальным весом. Полем При сравнении групп мышей взаимосвязь между EE и температурой показала аналогичную линейную связь с температурой с течением времени у одних и тех же мышей. Таким образом, мыши сохранялись при 22 ° C, потребляли примерно на 30% больше энергии, чем мыши, которые держали при 30 ° C (Fig. 4D, E). При изучении эффектов у животных температура не всегда влияла на RER (рис. 4F, г). Потребление пищи, потребление воды и активность не подвергались существенному влиянию температуры (рис. 4H - М). После 33 дней воспитания мыши при 30 ° C имели значительно более высокую массу тела, чем мыши при 22 ° C (рис. 4N). По сравнению с их соответствующими базовыми точками мыши, выращиваемые при 30 ° С, имели значительно более высокий вес тела, чем мыши, выращиваемые при 22 ° С (среднее значение ± стандартная ошибка среднего значения: рис. 4o). Относительно более высокое увеличение веса было связано с увеличением массы жира (рис. 4p, Q), а не увеличением мышечной массы (рис. 4R, S). В соответствии с более низким значением EE при 30 ° C, экспрессия нескольких генов BAT, которые увеличивают функцию/активность BAT, снижались при 30 ° C по сравнению с 22 ° C: ADRA1A, ADRB3 и PRDM16. Другие ключевые гены, которые также увеличивают функцию/активность BAT, не были затронуты: SEMA3A (регуляция роста нейритов), TFAM (митохондриальный биогенез), ADRB1, ADRA2A, PCK1 (глюконеогенез) и CPT1A. Удивительно, но UCP1 и VEGF-A, связанные с повышенной термогенной активностью, не уменьшились в группе 30 ° C. Фактически, уровни UCP1 у трех мышей были выше, чем в группе 22 ° C, а VEGF-A и ADRB2 были значительно повышены. По сравнению с группой 22 ° C мыши, поддерживаемые при 25 ° C, и 27,5 ° C не показали изменения (дополнительная рисунок 1).
- Вес тела (а), мышечная масса (б) и жирная масса (в) через 9 дней (за один день до переноса в систему соболя). D Потребление энергии (EE, KCAL/H). E Среднее потребление энергии (0–96 часов) при различных температурах (KCAL/24 часа). F -коэффициент респираторного обмена (RER, VCO2/VO2). G средний RER (VCO2/VO2). H Тотальное потребление пищи (G). Я имею в виду потребление пищи (г/24 часа). J Общее потребление воды (мл). k Среднее потребление воды (мл/24 ч). L Совокупный уровень активности (M). M Средний уровень активности (м/24 ч). n Вес тела на 23 -й день (г), o Изменение массы тела, племя Масса (G) по сравнению с 8 -м днем 23 по сравнению с -8 -м днем. Статистическая значимость повторных измерений была протестирована Oneway-Anova с последующим множественным сравнительным тестом Тьюки. *P <0,05, *** P <0,001, **** p <0,0001. *P <0,05, *** P <0,001, **** p <0,0001. *Р <0,05, *** р <0,001, **** р <0,0001. *P <0,05, *** P <0,001, **** p <0,0001. *Р <0,05 ， *** р <0,001 ， **** р <0,0001。 *Р <0,05 ， *** р <0,001 ， **** р <0,0001。 *Р <0,05, *** р <0,001, **** р <0,0001. *P <0,05, *** P <0,001, **** p <0,0001.Данные представлены как среднее значение + стандартная ошибка среднего значения, темная фаза (18: 00-06: 00 ч) представлена серыми коробками. Точки на гистограммах представляют отдельных мышей. Средние значения были рассчитаны в течение всего экспериментального периода (0-96 часов). n = 7.
Как и люди, мыши часто создают микроокружения, чтобы уменьшить потерю тепла в окружающей среде. Чтобы количественно оценить важность этой среды для EE, мы оценили EE в 22, 25, 27,5 и 30 ° C, с кожаной охранником или без кожаных охранников или без него. При 22 ° C добавление стандартных скинов уменьшает EE примерно на 4%. Последующее добавление гнездового материала уменьшило EE на 3–4% (рис. 5а, б). Никаких значительных изменений в RER, потреблении пищи, потреблении воды или уровнях активности не наблюдалось с добавлением домов или шкуры + постельных принадлежностей (рис. 5i - P). Добавление кожи и гнездового материала также значительно уменьшило EE при 25 и 30 ° C, но ответы были количественно меньше. При 27,5 ° C не наблюдалась разница. Примечательно, что в этих экспериментах EE снижался с повышением температуры, в этом случае примерно на 57% ниже, чем EE при 30 ° C, по сравнению с 22 ° C (Fig. 5C - H). Тот же анализ был выполнен только для легкой фазы, где EE был ближе к базальной скорости метаболизма, поскольку в этом случае мыши в основном отдыхали в коже, что приводило к сопоставимым величине эффекта при разных температурах (дополнительная фиг. 2A - H) Полем
Данные о мышах от укрытия и гнездования (темно -синий), дома, но нет материала для гнездования (голубой), а также материал для дома и гнезда (оранжевый). Потребление энергии (EE, KCAL/H) для комнат A, C, E и G при 22, 25, 27,5 и 30 ° C, B, D, F и H означает EE (KCAL/H). Данные IP для мышей, размещенные при 22 ° C: I -частота дыхания (RER, VCO2/VO2), J Every RER (VCO2/VO2), K Совокупный потребление пищи (G), L Среднее потребление пищи (G/24 ч), M Общее потребление воды (мл), n среднего потребления воды (мл/24 ч), o Общая активность (M), уровень средней активности (м/24 ч). Данные представлены как среднее значение + стандартная ошибка среднего значения, темная фаза (18: 00-06: 00 ч) представлена серыми коробками. Точки на гистограммах представляют отдельных мышей. Статистическая значимость повторных измерений была протестирована Oneway-Anova с последующим множественным сравнительным тестом Тьюки. *Р <0,05, ** р <0,01. *Р <0,05, ** р <0,01. *Р <0,05, ** р <0,01. *Р <0,05, ** р <0,01. *Р <0,05 ， ** р <0,01。 *Р <0,05 ， ** р <0,01。 *Р <0,05, ** р <0,01. *Р <0,05, ** р <0,01.Средние значения были рассчитаны в течение всего экспериментального периода (0-72 часов). n = 7.
У мышей с нормальным весом (2-3 часа натощак) выращивание при различных температурах не приводило к значительным различиям в концентрациях в плазме TG, 3-HB, холестерина, ALT и AST, но HDL в зависимости от температуры. Рисунок 6A-E). Концентрации натощак в плазме лептина, инсулина, С-пептида и глюкагона также не различались между группами (рисунки 6G-J). В день теста на толерантность к глюкозе (через 31 день при разных температурах) базовый уровень глюкозы в крови (5-6 часов натощак) составлял приблизительно 6,5 мм, без различий между группами. Введение пероральной глюкозы значительно увеличивало концентрации глюкозы в крови во всех группах, но как пиковая концентрация, так и постепенная площадь под кривыми (IAUCS) (15–120 мин) были ниже в группе мышей, размещенных при 30 ° C (индивидуальные моменты времени: P <0,05 - P <0,0001, рис. 6K, L) по сравнению с мышами, размещенными в 22, 25 и 27,5 ° C (которые не отличались друг от друга). Введение пероральной глюкозы значительно увеличивало концентрации глюкозы в крови во всех группах, но как пиковая концентрация, так и постепенная площадь под кривыми (IAUCS) (15–120 мин) были ниже в группе мышей, размещенных при 30 ° C (индивидуальные моменты времени: P <0,05–p <0,0001, рис. 6K, L) по сравнению с мышами, размещенными в 22, 25 и 27,5 ° C (которые не отличались друг от друга). Перекрадж ведут -вуджони -конко -конун КОНСЕРНА, ТАКА (otdelnhe -memennenetoghy: p <0,05–p <00011, ries. 6k, l) po -srawnneю -smышami, soderжemyce -n22, 25 -й. Rraзlyчli Пероральное введение глюкозы значительно увеличивало концентрации глюкозы в крови во всех группах, но как пиковая концентрация, так и постепенная площадь в кривых (IAUC) (15–120 мин) были ниже в группе мышей 30 ° C (отдельные временные точки: P <0,05– P <0,0001, рис. 6K, L) по сравнению с мышами, которые сохраняются при 22, 25 и 27,5 ° C (которые не отличались друг от друга).口服葡萄糖的给药显着增加了所有组的血糖浓度 ， 但在 30 ° C 饲养的小鼠组中 ， 峰值浓度和曲线下增加面积 (IAUC) (15-120 分钟) 均较低 （各个时间点 各个时间点： P <0,05 - P <0,0001 ， 图 6K ， L) 与饲养在 22、25 和 27,5 ° C 的小鼠 (彼此之间没有差异 彼此之间没有差异） 相比。 相比。 相比。口服 葡萄糖 的 药 显着 了 所有组 的 血糖 浓度 但 在 在 在 30 ° C 饲养 小鼠组 中 ， 浓度 和 下 增加 面积 面积 面积 (iauc) (15-120 分钟 均 低 各 点 点 点 点 点 点 点 点 点 点点 ： ： P <0,05 - P < 0,0001 ， 6K ， L) 与饲养在 22、25 和 27,5 ° C 的小鼠 (彼此之间没有差异） 相比。 相比。Пероральное введение глюкозы значительно увеличивало концентрации глюкозы в крови во всех группах, но как пиковая концентрация, так и площадь под кривой (IAUC) (15–120 мин) были ниже в группе мышей 30 ° C (все временные точки).: P <0,05 - P <0,0001, RIS. : P <0,05 - P <0,0001, рис.6l, l) по сравнению с мышами, которые хранятся при 22, 25 и 27,5 ° C (без различий друг от друга).
Концентрации в плазме TG, 3-HB, холестерина, ЛПВП, ALT, AST, FFA, глицерина, лептина, инсулина, С-пептида и глюкагона показаны у мышей для взрослых самцов (Al) после 33 дней кормления при указанной температуре Полем Мышей не питались за 2-3 часа до отбора проб крови. Исключением был пероральный тест на толерантность к глюкозе, который проводился за два дня до окончания исследования мышей, которые постились в течение 5-6 часов и сохранялись при соответствующей температуре в течение 31 дня. Мышам были брошены 2 г/кг массы тела. Область в соответствии с данными кривой (L) выражается как инкрементные данные (IAUC). Данные представлены как среднее ± SEM. Точки представляют отдельные образцы. *P <0,05, ** p <0,01, ** p <0,001, **** p <0,0001, n = 7. *P <0,05, ** p <0,01, ** p <0,001, **** p <0,0001, n = 7. *P <0,05, ** p <0,01, ** p <0,001, **** p <0,0001, n = 7. *P <0,05, ** p <0,01, ** p <0,001, **** p <0,0001, n = 7. *P <0,05 ， ** p <0,01 ， ** p <0,001 ， **** p <0,0001 ， n = 7。 *P <0,05 ， ** p <0,01 ， ** p <0,001 ， **** p <0,0001 ， n = 7。 *P <0,05, ** p <0,01, ** p <0,001, **** p <0,0001, n = 7. *P <0,05, ** p <0,01, ** p <0,001, **** p <0,0001, n = 7.
У мышей DIO (также голодных в течение 2-3 часов) концентрации холестерина в плазме, HDL, ALT, AST и FFA не различались между группами. Как TG, так и глицерин были значительно повышены в группе 30 ° C по сравнению с группой 22 ° C (рисунки 7A -H). Напротив, 3-GB был примерно на 25% ниже при 30 ° C по сравнению с 22 ° C (рис. 7B). Таким образом, хотя мыши, поддерживаемые при 22 ° С, имели общий положительный энергетический баланс, как предполагалось при увеличении веса, различия в концентрациях в плазме TG, глицерина и 3-HB позволяют предположить, что мыши при 22 ° C были меньше, чем при 22 ° C. ° C. Мыши, выращенные при 30 ° C, находились в относительно более энергетически негативном состоянии. В соответствии с этим, концентрации печени экстрагируемого глицерина и TG, но не гликогена и холестерина, были выше в группе 30 ° C (дополнительная фиг. 3A-D). Чтобы выяснить, являются ли температурно-зависимые различия в липолизе (как измерено с помощью плазменного TG и глицерина) результатом внутренних изменений в эпидидимальном или паховом жире, мы извлекли жировую ткань из этих запасов на конце исследования и количественно оценили свободную жирную кислоту EX EX EX EX EX EX EX EX EX Vivo. и освобождение глицерина. Во всех экспериментальных группах образцы жировой ткани из эпидидимальных и паховых складов показали, по крайней мере, в два раза увеличение продукции глицерина и FFA в ответ на стимуляцию изопротеренола (дополнительная фиг. 4A-D). Однако не было обнаружено влияния температуры оболочки на базальный или изопротеренол-стимулированный липолиз. В соответствии с более высокой массой тела и массой жира уровни лептина в плазме были значительно выше в группе 30 ° C, чем в группе 22 ° C (рис. 7i). Напротив, уровни инсулина и C-пептида в плазме не различались между температурными группами (Fig. 7K, K), но глюкагон в плазме показал зависимость от температуры, но в этом случае почти 22 ° C в противоположной группе дважды сравнивали до 30 ° C. ОТ. Группа C (рис. 7L). FGF21 не отличался между различными температурными группами (рис. 7M). В день OGTT базовая глюкоза в крови составляла приблизительно 10 мм и не отличалась между мышами, размещенными при разных температурах (рис. 7N). Пероральное введение глюкозы повысило уровень глюкозы в крови и достигло пика во всех группах при концентрации около 18 мм через 15 минут после дозирования. Не было никаких существенных различий в IAUC (15–120 мин) и концентрациях в разные моменты времени после дозы (15, 30, 60, 90 и 120 мин) (рис. 7N, O).
Концентрации в плазме TG, 3-HB, холестерин, ЛПВП, ALT, AST, FFA, глицерина, лептина, инсулина, C-пептида, глюкагона и FGF21 были показаны у мышей с дио (AO) взрослых (AO) после 33 дней питания. Указанная температура. Мышей не питались за 2-3 часа до отбора проб крови. Тест пероральной толерантности к глюкозе был исключением, поскольку он был выполнен в дозе 2 г/кг массы тела за два дня до окончания исследования у мышей, которые были постигнуты в течение 5-6 часов и сохранялись при соответствующей температуре в течение 31 дня. Область в соответствии с данными кривой (O) показана как инкрементные данные (IAUC). Данные представлены как среднее ± SEM. Точки представляют отдельные образцы. *P <0,05, ** p <0,01, ** p <0,001, **** p <0,0001, n = 7. *P <0,05, ** p <0,01, ** p <0,001, **** p <0,0001, n = 7. *P <0,05, ** p <0,01, ** p <0,001, **** p <0,0001, n = 7. *P <0,05, ** p <0,01, ** p <0,001, **** p <0,0001, n = 7. *P <0,05 ， ** p <0,01 ， ** p <0,001 ， **** p <0,0001 ， n = 7。 *P <0,05 ， ** p <0,01 ， ** p <0,001 ， **** p <0,0001 ， n = 7。 *P <0,05, ** p <0,01, ** p <0,001, **** p <0,0001, n = 7. *P <0,05, ** p <0,01, ** p <0,001, **** p <0,0001, n = 7.
Передача данных грызунов на человека является сложной проблемой, которая играет центральную роль в интерпретации важности наблюдений в контексте физиологических и фармакологических исследований. По экономическим причинам и для облегчения исследований мышей часто сохраняются при комнатной температуре ниже термонетральной зоны, что приводит к активации различных компенсаторных физиологических систем, которые увеличивают скорость метаболизма и потенциально ухудшают трансляцию9. Таким образом, воздействие мышей на холод может сделать мышей устойчивыми к ожирению, вызванному диетом, и может предотвратить гипергликемию у крыс, получавших стрептозотоцин из-за повышенного не инсулинозависимого транспорта глюкозы. Тем не менее, неясно, в какой степени длительное воздействие различных соответствующих температур (от места до термонетрального) влияет на различный энергетический гомеостаз мышей с нормальным весом (на пище) и мышах DIO (на HFD) и метаболические параметры, а также степень На что они смогли сбалансировать увеличение EE с увеличением потребления пищи. Исследование, представленное в этой статье, направлено на то, чтобы принести некоторую ясность в эту тему.
Мы показываем, что в нормальном весе взрослых мышей и мышей с дио -мышами EE обратно связано с комнатной температурой от 22 до 30 ° C. Таким образом, EE при 22 ° C был примерно на 30% выше, чем при 30 ° C. В обеих мышиных моделях. Тем не менее, важное различие между мышами с нормальным весом и мышами DIO заключается в том, что, хотя мыши с нормальным весом совпадают с EE при более низких температурах путем соответствующей корректировки потребления пищи, потребление пищи мышей DIO варьировалось на разных уровнях. Температура исследования была одинаковой. Через один месяц мыши DIO сохраняли при 30 ° C, набрав большую массу тела и жирную массу, чем мыши, которые держали при 22 ° C, тогда как нормальные люди держались при той же температуре и в течение того же периода времени не приводили к лихорадке. Зависимая разница в массе тела. весовые мыши. По сравнению с температурами вблизи термонетральной или при комнатной температуре рост при комнатной температуре приводил к мышам DIO или нормальному весу на диете с высоким содержанием жира, но не на нормальной диете мыши с нормальным весом, чтобы набрать относительно меньший вес. тело. Поддерживается другими исследованиями17,18,19,20,21, но не All22,23.
Предполагается, что способность создавать микроокружение для уменьшения тепла потерь для сдвига теплового нейтралитета в левое 8, 12. В нашем исследовании как добавление гнездового материала, так и сокрытие снижало ЭЭ, но не приводило к тепловой нейтралитете до 28 ° C. Таким образом, наши данные не подтверждают, что низкая точка термонетуры у взрослых мышей с одним коленом, с обогащенными домами или без него, должна составлять 26-28 ° C, как показано 8,12, но поддерживает другие исследования, показывающие термоэтурированность. Температура 30 ° C у мышей с низкой точкой 7, 10, 24. Чтобы усложнить вопросы, термонетральная точка у мышей, как было показано, не является статической в течение дня, так как она ниже во время фазы покоя (свет), возможно, из -за более низкой калорийности Производство в результате активности и вызванного диетом термогенеза. Таким образом, в световой фазе нижняя точка тепловой нейтралитеты оказывается ~ 29 ° С, а в темной фазе - ~ 33 ° С25.
В конечном счете, взаимосвязь между температурой окружающей среды и общим потреблением энергии определяется путем рассеяния тепла. В этом контексте соотношение площади поверхности к объему является важным фактором, определяющим термическую чувствительность, влияя на теплозное рассеяние (площадь поверхности), так и тепловое образование (объем). В дополнение к площади поверхности, теплопередача также определяется с помощью изоляции (скорость теплопередачи). У людей жировая масса может снизить потерю тепла, создавая изоляционный барьер вокруг оболочки тела, и было высказано предположение, что масса жира также важна для теплоизоляции у мышей, снижения термонетральной точки и снижения чувствительности температуры ниже термической нейтральной точки ( кривая наклон). температура окружающей среды по сравнению с EE) 12. Наше исследование не было предназначено для непосредственной оценки этой предполагаемой взаимосвязи, поскольку данные состава тела были собраны за 9 дней до того, как были собраны данные о расходах энергии, и поскольку жирная масса не была стабильной в течение всего исследования. Однако, поскольку нормальный вес и мыши DIO имеют 30% ниже EE при 30 ° C, чем при 22 ° C, несмотря на по меньшей мере 5-кратное разницу в жирной массе, наши данные не подтверждают, что ожирение должно обеспечить базовую изоляцию. Фактор, по крайней мере, не в исследуемом температурном диапазоне. Это соответствует другим исследованиям, лучше разработанным для изучения этого 4,24. В этих исследованиях изоляционный эффект ожирения был небольшим, но было обнаружено, что мех обеспечивает 30-50% общей теплоизоляции 4,24. Однако у мертвых мышей теплопроводность увеличилась примерно на 450% сразу после смерти, что позволяет предположить, что изоляционный эффект меха является необходимым для физиологических механизмов, включая вазоконстрикцию, для работы. В дополнение к различиям в видах в мехе между мышами и людьми на плохую изоляционное влияние ожирения у мышей также может влиять следующие соображения: изоляционный коэффициент массы жира человека в основном опосредуется подкожной массой жира (толщина) 26,27. Обычно у грызунов менее 20% от общего числа животных FAT28. Кроме того, общая масса жира может даже не быть неоптимальной мерой теплоизоляции отдельного человека, так как было утверждено, что улучшение теплоизоляции компенсируется неизбежным увеличением площади поверхности (и, следовательно, увеличена потеря тепла) по мере увеличения массы жира. Полем
У мышей с нормальным весом концентрации натощак в плазме TG, 3-HB, холестерина, ЛПВП, ALT и AST не изменялись при различных температурах в течение почти 5 недель, вероятно, потому что мыши находились в том же состоянии энергетического баланса. были одинаковыми по весу и составу тела, как и в конце исследования. В соответствии с сходством в жирной массе, не было никаких различий в уровнях лептина в плазме, а также ни в инсулине натощак, С-пептида и глюкагоне. У мышей DIO было обнаружено больше сигналов. Хотя мыши при 22 ° С также не имели общего отрицательного энергетического баланса в этом состоянии (поскольку они набрали вес), в конце исследования они были относительно более дефицитными энергией по сравнению с мышами, выращиваемыми при 30 ° С, в таких условиях как Высокие кетоны. Производство организмом (3-ГБ) и снижение концентрации глицерина и ТГ в плазме. Однако, зависимые от температуры различия в липолизе, по-видимому, не являются результатом внутренних изменений в эпидидимальном или паховом жире, таких как изменения в экспрессии адипогормон-чувствительной липазы, поскольку FFA и глицерин высвобождаются из жира, извлеченных из этих складов, находятся между температурой, находятся между температурой, находятся между температурой, находятся между температурой, находящиеся между температурой. Группы похожи друг на друга. Хотя мы не исследовали симпатический тонус в текущем исследовании, другие обнаружили, что он (на основе частоты сердечных сокращений и среднего артериального давления) линейно связана с температурой окружающей среды у мышей и приблизительно ниже при 30 ° C, чем при 22 ° C 20% C Таким образом, температурные различия в симпатическом тону могут играть роль в липолизе в нашем исследовании, но, поскольку увеличение симпатического тона стимулирует, а не ингибирует липолиз, другие механизмы могут Противодействие этому уменьшению культивируемых мышей. Потенциальная роль в расщеплении жира в организме. Комнатная температура. Кроме того, часть стимулирующего влияния симпатического тонуса на липолиз косвенно опосредована сильным ингибированием секреции инсулина, подчеркивая влияние прерывания инсулина на липолиз3 Недостаточно, чтобы изменить липолиз. Вместо этого мы обнаружили, что различия в статусе энергетики, скорее всего, являются основным фактором этих различий в мышах DIO. Основные причины, которые приводят к лучшему регулированию потребления пищи с EE у мышей с нормальным весом, требуют дальнейшего изучения. В целом, однако, потребление пищи контролируется гомеостатическими и гедонированными сигналами 31,32,33. Хотя существуют споры о том, какие из двух сигналов являются количественно более важными, 31,32,33 хорошо известно, что долгосрочное потребление продуктов с высоким содержанием жиров приводит к большему пищевым поведению, основанному на удовольствиях, которое в некоторой степени не связано с гомеостаз. Полем - Регулируемое потребление пищи34,35,36. Следовательно, увеличение гедонистического кормления мышей DIO, обработанных 45% HFD, может быть одной из причин, по которой эти мыши не сбалансировали потребление пищи с помощью EE. Интересно, что различия в гормонах, регулирующих глюкозу, также наблюдались в крови, также наблюдались у мышей DIO с контролируемым температурой, но не у мышей с нормальным весом. У мышей DIO уровни лептина в плазме увеличивались с температурой, а уровни глюкагона снижались с температурой. Степень, в которой температура может напрямую влиять на эти различия, заслуживает дальнейшего изучения, но в случае лептина относительный негативный энергетический баланс и, следовательно, более низкая масса жира у мышей при 22 ° C, безусловно, играли важную роль, так как жирная масса и лептин плазмы - это Высоко коррелированный37. Однако интерпретация сигнала глюкагона более озадачивает. Как и в случае с инсулином, секреция глюкагона была сильно ингибирована увеличением симпатического тона, но, как было предсказано, что самый высокий симпатический тонус был в группе 22 ° C, которая имела самые высокие концентрации глюкагона в плазме. Инсулин является еще одним сильным регулятором плазменного глюкагона, а резистентность к инсулину и диабет 2 типа тесно связаны с натощак и гиперглюкагонией постпрандиальной. Однако мыши DIO в нашем исследовании также были нечувствительны к инсулину, поэтому это также не может быть основным фактором увеличения передачи сигналов глюкагона в группе 22 ° C. Содержание жира в печени также положительно связано с увеличением концентрации глюкагона в плазме, механизмы которых, в свою очередь, могут включать устойчивость к глюкагону в печени, снижение выработки мочевины, повышенные концентрации аминокислот циркулирующих аминокислот и повышенную аминокислотную секрецию глюкагона40,41,, 42 Однако, поскольку экстрагируемые концентрации глицерина и TG не различались между температурными группами в нашем исследовании, это также не может быть потенциальным фактором в увеличении концентраций в плазме в группе 22 ° C. Триодотиронин (T3) играет критическую роль в общей скорости метаболизма и инициации метаболической защиты от гипотермии 43,44. Таким образом, концентрация T3 в плазме, возможно, контролируемая центрально опосредованными механизмами, 45,46 увеличивается как у мышей, так и у людей в менее чем термонетральных условиях 47, хотя увеличение у людей меньше, что более предрасположено к мышам. Это согласуется с потерей тепла в окружающей среде. Мы не измеряли концентрации T3 в плазме в текущем исследовании, но концентрации, возможно, были ниже в группе 30 ° C, что может объяснить влияние этой группы на уровни глюкагона в плазме, как мы (обновлено рисунок 5A) и другие T3 увеличивает плазменный глюкагон в зависимости от дозы. Сообщалось, что гормоны щитовидной железы индуцируют экспрессию FGF21 в печени. Как и глюкагон, концентрации FGF21 в плазме также увеличились с концентрациями T3 в плазме (дополнительная фигура 5B и ссылка 48), но по сравнению с глюкагоном, концентрации в плазме FGF21 в нашем исследовании не влияли температура. Основные причины этого несоответствия требуют дальнейшего изучения, но индукция FGF21, управляемая T3
Было показано, что HFD тесно связан с нарушением толерантности к глюкозе и резистентность к инсулину (маркеры) у мышей, выращиваемых при 22 ° C. Тем не менее, HFD не был связан ни с нарушением толерантности к глюкозе, ни устойчивости к инсулину при выращивании в термонетральной среде (определяется здесь как 28 ° C) 19. В нашем исследовании эта связь не была воспроизведена у мышей DIO, но мыши нормального веса поддерживали при 30 ° C, значительно улучшили толерантность к глюкозе. Причина этого различия требует дальнейшего изучения, но может влиять тот факт, что мыши DIO в нашем исследовании были устойчивыми к инсулину, с концентрациями C-пептида в плазме натощак и концентрациями инсулина в 12-20 раз выше, чем у мышей с нормальным весом. и в крови натощак. Концентрации глюкозы в размере около 10 мм (около 6 мм при нормальной массе тела), что, по -видимому, оставляет небольшое окно для любого потенциального полезного воздействия воздействия термоэйнтральных условий для повышения толерантности к глюкозе. Возможным запутанным фактором является то, что по практическим причинам OGTT выполняется при комнатной температуре. Таким образом, мыши, расположенные при более высоких температурах, испытывали легкий холодный шок, что может повлиять на поглощение/зазор глюкозы. Однако, основываясь на аналогичных концентрациях глюкозы в крови натощак в различных температурных группах, изменения температуры окружающей среды могли не повлиять на результаты.
Как упоминалось ранее, недавно было подчеркнуто, что повышение комнатной температуры может ослабить некоторые реакции на холодный стресс, что может поставить под сомнение передачу данных мыши людям. Тем не менее, неясно, какова оптимальная температура для поддержания мышей для имитации физиологии человека. На ответ на этот вопрос также может повлиять область исследования и изучаемая конечная точка. Примером этого является влияние диеты на накопление жира в печени, толерантность к глюкозе и резистентность к инсулину19. С точки зрения расходов на энергию, некоторые исследователи считают, что термоэйнтральность является оптимальной температурой для выращивания, поскольку люди требуют мало дополнительной энергии, чтобы поддерживать температуру тела основного тела, и они определяют одну температуру круга для взрослых мышей в 30 ° C7,10. Другие исследователи считают, что температура, сравнимая с тем, что люди, как правило, испытывают со взрослыми мышами на одном колене, составляет 23-25 ° C, поскольку они обнаружили, что термоэйнтральность составляет 26-28 ° C, и на основе людей ниже 3 ° C. Их более низкая критическая температура, определенная здесь как 23 ° C, немного 8,12. Наше исследование согласуется с несколькими другими исследованиями, в которых говорится, что тепловая нейтралитет не достигается при 26-28 ° C4, 7, 10, 11, 24, 25, что указывает на то, что 23-25 ° C слишком низкое. Другим важным фактором, который следует учитывать относительно комнатной температуры и термонетуры у мышей, является одиночное или групповое корпус. Когда мышей находились в группах, а не индивидуально, как в нашем исследовании, чувствительность температуры снижалась, возможно, из -за скопления животных. Тем не менее, комнатная температура все еще была ниже LTL 25, когда использовались три группы. Возможно, наиболее важной межвидовой разницей в этом отношении является количественная значимость активности BAT как защиты от гипотермии. Таким образом, в то время как мыши в основном компенсировали их более высокую потерю калорий путем повышения активности BAT, которая превышает 60% ЭЭ при только 5 ° C, 51,52, вклад активности BAT в ЭЭ был значительно выше, намного меньше. Следовательно, снижение активности BAT может быть важным способом увеличения перевода человека. Регуляция активности BAT является сложной, но часто опосредуется комбинированным эффектом адренергической стимуляции, гормонов щитовидной железы и экспрессии UCP114,54,55,56,57. Наши данные указывают на то, что температура должна быть повышена выше 27,5 ° C по сравнению с мышами при 22 ° C, чтобы обнаружить различия в экспрессии генов BAT, ответственных за функцию/активацию. Однако различия, обнаруженные между группами при 30 и 22 ° C, не всегда указывали на увеличение активности BAT в группе 22 ° C, поскольку UCP1, ADRB2 и VEGF-A были подавлены в группе 22 ° C. Основная причина этих неожиданных результатов еще предстоит определить. Одна возможность состоит в том, что их повышенная экспрессия может не отражать сигнал повышенной комнатной температуры, а скорее острый эффект от перемещения их с 30 ° C до 22 ° C в день удаления (мыши испытали это за 5-10 минут до взлета) Полем )
Общее ограничение нашего исследования заключается в том, что мы изучали только самцов мышей. Другие исследования показывают, что пол может быть важным фактором в наших основных показаниях, поскольку мыши однозначных самки являются более чувствительными к температуре из-за более высокой теплопроводности и поддержания более тесно контролируемых температур ядра. Кроме того, самки мышей (на HFD) показали большую связь потребления энергии с EE при 30 ° C по сравнению с мышами -мужчинами, которые потребляли больше мышей того же пола (в данном случае 20 ° C) 20. Таким образом, у самок мышей эффект субтермонетральный содержание выше, но имеет такую же паттерн, что и у самцов мышей. В нашем исследовании мы сосредоточились на однозначных мышах-мужчинах, так как это условия, при которых проводится большинство метаболических исследований, изучающих EE. Другим ограничением нашего исследования было то, что мыши были на одной диете на протяжении всего исследования, что исключало изучение важности комнатной температуры для гибкости метаболизма (как измеряется с помощью изменений RER для диетических изменений в различных составах макроэлементов). У самки и самцов мышей сохраняются при 20 ° С по сравнению с соответствующими мышами, которые держатся при 30 ° С.
В заключение, наше исследование показывает, что, как и в других исследованиях, мыши с нормальным весом 1 -го круга термонейтральны выше прогнозируемого 27,5 ° C. Кроме того, наше исследование показывает, что ожирение не является основным изоляционным фактором у мышей с нормальным весом или DIO, что приводит к аналогичной температуре: соотношения EE у мышей DIO и нормального веса. В то время как потребление пищи у мышей с нормальным весом соответствовало ЭЭ и, таким образом, сохраняло стабильную массу тела во всем температурном диапазоне, потребление пищи мышей DIO было одинаковым при разных температурах, что приводило к более высокому соотношению мышей при 30 ° C Полем при 22 ° C набрали больше массы тела. В целом, систематические исследования, изучающие потенциальную важность жизни ниже термонетральных температур, оправданы из -за часто наблюдаемой плохой переносимости между исследованиями мышей и человека. Например, в исследованиях ожирения частичное объяснение для в целом более низкой трансляции может быть связано с тем, что исследования по снижению веса мыши обычно проводится на животных с умеренно холодными стрессами, которые держат при комнатной температуре из -за их повышенного EE. Преувеличенная потеря веса по сравнению с ожидаемой массой тела человека, в частности, если механизм действия зависит от увеличения EE за счет увеличения активности BAP, который более активен и активируется при комнатной температуре, чем при 30 ° C.
В соответствии с экспериментальным законодательством датских животных (1987) и Национальными институтами здравоохранения (Публикация № 85-23) и Европейская конвенция по защите позвоночных, используемых для экспериментальных и других научных целей (Совет Европы № 123, Страсбург , 1985).
Мыши C57BL/6J в возрасте двадцатинеде были получены от Janvier Saint Berthevin Cedex, Франция, и получали стандартный чау (альтромин 1324) и вода (~ 22 ° C) после 12:12 часового света: темный цикл. комнатная температура. Мужские мыши DIO (20 недель) были получены от одного и того же поставщика и получали доступ к диете с высоким содержанием жира в 45% (Cat. No. D12451, Research Diet Inc., Нью -Джерси, США) и воде в условиях выращивания. Мыши были адаптированы к окружающей среде за неделю до начала исследования. За два дня до переноса в систему непрямой калориметрии мышей взвешивали, подвергали МРТ сканирование (Echomritm, TX, USA) и разделены на четыре группы, соответствующие массе тела, жирной и нормальной массе тела.
Графическая схема дизайна исследования показана на рисунке 8. Мыши переносили в замкнутую и контролируемую температуру систему косвенной калориметрии на Sable Systems Internationals (Невада, США), которая включала мониторы качества пищевых продуктов и воды и прометион BZ1-рам Уровни активности путем измерения разрывов пучка. Xyz. Мышей (n = 8) размещали индивидуально в 22, 25, 27,5 или 30 ° C, используя постельное белье, но без укрытия и гнездования материала на 12: 12-часовом свете: темный цикл (свет: 06: 00–18:00) Полем 2500 мл/мин. Мышей были акклиматизированы в течение 7 дней до регистрации. Записи были собраны четыре дня подряд. После этого мышей сохраняли при соответствующих температурах при 25, 27,5 и 30 ° C в течение дополнительных 12 дней, после чего концентраты клеток добавляли, как описано ниже. Между тем, группы мышей, хранящихся при 22 ° С при этой температуре в течение еще двух дней (для сбора новых базовых данных), а затем температура увеличивалась по шагам 2 ° C через день в начале световой фазы ( 06:00) до достижения 30 ° C после этого температура снижалась до 22 ° C, а данные собирали еще на два дня. После двух дополнительных дней записи при 22 ° С кожи добавляли ко всем ячейкам при всех температурах, и сбор данных начался на второй день (день 17) и в течение трех дней. После этого (день 20) в начале светового цикла (06:00) добавляли материал гнездования (8-10 г), а данные были собраны еще на три дня. Таким образом, в конце исследования мышей сохранялись при 22 ° С при этой температуре в течение 21/33 дня и при 22 ° С в течение последних 8 дней, в то время как мыши при других температурах сохранялись при этой температуре в течение 33 дней. /33 дня. Мышей питались в течение периода исследования.
Нормальный вес и мыши DIO следовали тем же процедурам исследования. В день -9 мышей взвешивали, сканировали МРТ и разделяли на группы, сопоставимые по массе тела и состава тела. В день -7 мышей переносили в систему косвенной калориметрии с контролем с закрытой температурой, изготовленной Sable Systems International (Невада, США). Мышей жили индивидуально с постельными принадлежностями, но без гнездования или укрытия материалов. Температура установлена на 22, 25, 27,5 или 30 ° C. После одной недели акклиматизации (дни от -7 до 0 животных не нарушались), данные собирали в четыре дня подряд (дни 0-4, данные, показанные на рис. 1, 2, 5). После этого мышам сохранялись при 25, 27,5 и 30 ° C в постоянных условиях до 17 -го дня. В то же время температура в группе 22 ° C была увеличена с интервалами 2 ° C через день, регулируя цикл температуры (06:00 ч) в начале воздействия света (данные показаны на рис. 1) Полем На 15 -й день температура снизилась до 22 ° C, и были собраны два дня данных для обеспечения базовых данных для последующих обработок. Скины были добавлены ко всем мышам на 17 -й день, а гнездовый материал добавляли на 20 -й день (рис. 5). В 23 -й день мыши взвешивали и подвергались сканированию МРТ, а затем оставляли одни на 24 часа. На 24-й день мышей постились с начала фотопериода (06:00) и получали OGTT (2 г/кг) в 12:00 (6-7 часов после поста). После этого мыши были возвращены в соответствующие условия соболя и усыпили на второй день (день 25).
Мыши DIO (n = 8) следовали тому же протоколу, что и мыши с нормальным весом (как описано выше и на рисунке 8). Мыши поддерживали 45% HFD в течение эксперимента по расходам на энергетику.
VO2 и VCO2, а также давление водяного пара, были зарегистрированы на частоте 1 Гц с постоянной временем ячейки 2,5 мин. Потребление пищи и воды собирали путем непрерывной записи (1 Гц) веса пищевых и водных ведомств. Используемый качественный монитор сообщил о разрешении 0,002 г. Уровни активности регистрировали с использованием 3D -монитора массива луча XYZ, данные собирали при внутреннем разрешении 240 Гц и сообщали каждую секунду для количественной оценки общего пройденного расстояния (M) с эффективным пространственным разрешением 0,25 см. Данные были обработаны с помощью интерпретатора макроса Sable Systems V.2.41, расчета EE и RER и отфильтровав выбросы (например, события ложной еды). Интерпретатор макроса настроен на выходные данные для всех параметров каждые пять минут.
В дополнение к регулированию ЭЭ, температура окружающей среды может также регулировать другие аспекты метаболизма, включая постпрандиальную метаболизм глюкозы, путем регулирования секреции глюкозы-метаболизирующих гормонов. Чтобы проверить эту гипотезу, мы, наконец, завершили исследование температуры тела, провоцируя нормальные мышей с нагрузкой с оральной глюкозой дио (2 г/кг). Методы подробно описаны в дополнительных материалах.
В конце исследования (день 25) мышей постились в течение 2-3 часов (начиная с 06:00), анестезировали изофлураном и полностью кровоточали ретроорбитальной венпункцией. Количественная оценка плазменных липидов и гормонов и липидов в печени описана в дополнительных материалах.
Чтобы выяснить, вызывает ли температура оболочки внутренние изменения жировой ткани, влияющей на липолиз, паховая и эпидидимальная жировая ткань вырезали непосредственно от мышей после последней стадии кровотечения. Ткани обрабатывали с использованием недавно разработанного анализа липолиза ex vivo, описанного в дополнительных методах.
Коричневая жировая ткань (BAT) была собрана в день окончания исследования и обрабатывала, как описано в дополнительных методах.
Данные представлены как среднее ± SEM. Графики были созданы в GraphPad Prism 9 (La Jolla, CA), а графика была отредактирована в Adobe Illularator (Adobe Systems Incorporated, Сан -Хосе, Калифорния). Статистическая значимость была оценена в GraphPad Prism и протестирована с помощью парного T-теста, повторных измерений односторонних/двусторонних ANOVA, за которым следовал тест множественных сравнений Тьюки или неправый односторонний ANOVA с последующим тестированием множественного сравнения Тьюки. Гауссовое распределение данных было подтверждено тестированием нормальности Д'Агостино-Пирсона перед тестированием. Размер выборки указан в соответствующем разделе раздела «Результаты», а также в легенде. Повторение определяется как любое измерение, предпринятое на одном и том же животном (in vivo или на образце ткани). С точки зрения воспроизводимости данных, в четырех независимых исследованиях была продемонстрирована связь между расходами энергии и температурой случая с использованием различных мышей с аналогичным дизайном исследования.
Подробные экспериментальные протоколы, материалы и необработанные данные доступны по разумному запросу от ведущего автора Rune E. Kuhre. Это исследование не генерировало новые уникальные реагенты, трансгенные линии животных/клеток или данные секвенирования.
Для получения дополнительной информации о дизайне исследования см. Отчет о исследованиях Nature Research Abstract, связанный с этой статьей.
Все данные формируют график. 1-7 были депонированы в репозитории базы данных науки, номер доступа: 1253.11.sciecendb.02284 или https://doi.org/10.57760/scienceb.02284. Данные, показанные в ESM, могут быть отправлены в Rune E Kuhre после разумного тестирования.
Нильссон, С., Раун, К., Ян, Ф.Ф., Ларсен, Мо и Тан-Кристенсен, М. Лабораторные животные как суррогатные модели ожирения человека. Нильссон, С., Раун, К., Ян, Ф.Ф., Ларсен, Мо и Тан-Кристенсен, М. Лабораторные животные как суррогатные модели ожирения человека.Нильссон К., Раун К., Ян Ф.Ф., Ларсен Мо. и Тан-Кристенсен М. Лабораторные животные как суррогатные модели ожирения человека. Нильссон, С., Раун, К., Ян, Ф.Ф., Ларсен, Мо и Тан-Кристенсен, М. 实验动物作为人类肥胖的替代模型。 Нильссон, С., Раун К., Ян, Ф.Ф., Ларсен, Мо и Тан-Кристенсен М. Экспериментальные животные в качестве заменителя для людей.Нильссон К., Раун К., Ян Ф.Ф., Ларсен Мо. и Тан-Кристенсен М. Лабораторные животные как суррогатные модели ожирения у людей.Акта Фармакология. Преступление 33, 173–181 (2012).
Гилпин, DA Расчет новой постоянной MIE и экспериментального определения размера ожога. Бернс 22, 607–611 (1996).
Гордон, SJ Терморегуляторная система мыши: ее последствия для передачи биомедицинских данных людям. физиология. Поведение. 179, 55-66 (2017).
Fischer, AW, Csikasz, RI, Von Essen, G., Cannon, B. & Nedergaard, J. Нет изоляционного эффекта ожирения. Fischer, AW, Csikasz, RI, Von Essen, G., Cannon, B. & Nedergaard, J. Нет изоляционного эффекта ожирения.Фишер А.В., Чикаш Р.И., фон Эссен Г., Кэннон Б. и Недергар Дж. Нет. Изоляционный эффект ожирения. Fischer, AW, Csikasz, RI, Von Essen, G., Cannon, B. & Nedergaard, J. 肥胖没有绝缘作用。 Fischer, AW, Csikasz, RI, Von Essen, G., Cannon, B. & Nedergaard, J. Fisher, AW, CSIKASZ, RI, Von Essen, G., Cannon, B. & Nedergaard, J. oshyreneee nemeteTHOLIRUSHEGOGERE. Fischer, AW, Csikasz, RI, Von Essen, G., Cannon, B. & Nedergaard, J. Ожирение не имеет изолирующего эффекта.Да. J. Физиология. эндокринный. Метаболизм. 311, E202 - E213 (2016).
Ли, П. и соавт. Адаптированная на температуру коричневая жировая ткань модулирует чувствительность к инсулину. Диабет 63, 3686–3698 (2014).
Nakhon, KJ et al. Более низкая критическая температура и вызванный холодом термогенез были обратно связаны с массой тела и базальной скоростью метаболизма у людей с хуй и избыточным весом. J. тепло. биология. 69, 238–248 (2017).
Fischer, AW, Cannon, B. & Nedergaard, J. Оптимальные температуры жилья для мышей для имитации тепловой среды людей: экспериментальное исследование. Fischer, AW, Cannon, B. & Nedergaard, J. Оптимальные температуры жилья для мышей для имитации тепловой среды людей: экспериментальное исследование.Fischer, AW, Cannon, B. и Nedergaard, J. Оптимальная температура дома для мышей для имитации тепловой среды человека: экспериментальное исследование. Fischer, AW, Cannon, B. & Nedergaard, J. 小鼠模拟人类热环境的最佳住房温度 ： 一项实验研究。 Fischer, AW, Cannon, B. & Nedergaard, J.Фишер А.В., Кэннон Б. и Недергаард Дж. Оптимальная температура корпуса для мышей, имитирующих тепловую среду человека: экспериментальное исследование.Мур. Метаболизм. 7, 161–170 (2018).
Keijer, J., Li, M. & Speakman, JR Какова лучшая температура жилья для перевода экспериментов мыши для людей? Keijer, J., Li, M. & Speakman, JR Какова лучшая температура жилья для перевода экспериментов мыши для людей?Keyer J, Lee M и Speakman Jr Какова лучшая комнатная температура для передачи экспериментов мыши на людей? Keijer, J., Li, M. & Speakman, Jr 将小鼠实验转化为人类的最佳外壳温度是多少？ Keijer, J., Li, M. & Speakman, JrKeyer J, Lee M и Speakman Jr Какова оптимальная температура оболочки для передачи экспериментов мыши на людей?Мур. Метаболизм. 25, 168–176 (2019).
Seeley, RJ & Macdougald, OA мышей в качестве экспериментальных моделей для физиологии человека: когда несколько градусов по температуре жилья. Seeley, RJ & Macdougald, OA мышей в качестве экспериментальных моделей для физиологии человека: когда несколько градусов по температуре жилья. Seeley, Rj & Macdougald, Oa mышik kak -ksperimentalnhe -modecli -odere -odere -kogdecologo -hra -hra -hra -hra -hra -hra -hra -hra -hra -hra -hra -hra -hra -hra -hra -hra -hra -hra -hra -hra -hra -hra -hra -hra -hra -hra -hra -hra -hra -hra -hra -hr зnaheniee. Seeley, RJ & Macdougald, OA мышей в качестве экспериментальных моделей для физиологии человека: когда несколько градусов в жилище имеют значение. Seeley, RJ & MacDougald, OA 小鼠作为人类生理学的实验模型 ： 当几度的住房温度很重要时。 Seeley, RJ & Macdougald, OA МИСИ СИЛИ, Р.Дж. И МАКДУГАЛД, ОАКАКАКА ина. Seeley, RJ & Macdougald, OA мыши как экспериментальная модель физиологии человека: когда имеет значение несколько градусов комнатной температуры.Национальный метаболизм. 3, 443–445 (2021).
Fischer, AW, Cannon, B. & Nedergaard, J. Ответ на вопрос «Какова лучшая температура жилья для перевода экспериментов мыши на людей?» Fischer, AW, Cannon, B. & Nedergaard, J. Ответ на вопрос «Какова лучшая температура жилья для перевода экспериментов мыши на людей?» Fischer, AW, Cannon, B. & Nedergaard, J. Ответ на вопрос: «Какова лучшая комнатная температура для передачи экспериментов мыши людям?» Fischer, AW, Cannon, B. & Nedergaard, J. 问题的答案 «将小鼠实验转化为人类的最佳外壳温度是多少？» Fischer, AW, Cannon, B. & Nedergaard, J.Фишер AW, Cannon B. и Nedergaard J. Ответы на вопрос «Какова оптимальная температура оболочки для передачи экспериментов мыши на людей?»Да: термонетральный. Мур. Метаболизм. 26, 1-3 (2019).
Время публикации: октябрь-28-2022
