Спасибо за посещение Nature.com. Версия браузера, которую вы используете, имеет ограниченную поддержку CSS. Для наилучшего опыта мы рекомендуем вам использовать обновленный браузер (или отключить режим совместимости в Internet Explorer). В то же время, чтобы обеспечить постоянную поддержку, мы будем отображать сайт без стилей и JavaScript.
Большинство исследований метаболизма у мышей проводятся при комнатной температуре, хотя в этих условиях, в отличие от людей, мыши тратят много энергии на поддержание внутренней температуры. Здесь мы описываем нормальный вес и ожирение, вызванное диетой (DIO) у мышей C57BL/6J, которых кормили чау-чау или диетой с высоким содержанием жиров 45%. Мышей помещали на 33 дня при температуре 22, 25, 27,5 и 30 °C в систему непрямой калориметрии. Мы показываем, что расход энергии линейно увеличивается от 30 °C до 22 °C и примерно на 30 % выше при 22 °C в обеих моделях мышей. У мышей с нормальным весом потребление пищи противодействовало EE. Наоборот, мыши DIO не снижали потребление пищи при снижении EE. Таким образом, в конце исследования мыши при 30 °C имели более высокую массу тела, жировую массу и глицерин и триглицериды плазмы, чем мыши при 22 °C. Дисбаланс у мышей DIO может быть вызван усилением диеты, основанной на удовольствии.
Мышь является наиболее часто используемой животной моделью для изучения физиологии и патофизиологии человека и часто является животным по умолчанию, используемым на ранних стадиях открытия и разработки лекарств. Однако мыши отличаются от людей несколькими важными физиологическими способами, и хотя аллометрическое масштабирование может быть использовано в некоторой степени для перевода на людей, огромные различия между мышами и людьми заключаются в терморегуляции и энергетическом гомеостазе. Это демонстрирует фундаментальное противоречие. Средняя масса тела взрослых мышей по крайней мере в тысячу раз меньше, чем у взрослых (50 г против 50 кг), а отношение площади поверхности к массе отличается примерно в 400 раз из-за нелинейного геометрического преобразования, описанного Ми. Уравнение 2. В результате мыши теряют значительно больше тепла относительно своего объема, поэтому они более чувствительны к температуре, более склонны к гипотермии и имеют среднюю базальную скорость метаболизма в десять раз выше, чем у людей. При стандартной комнатной температуре (~22°C) мыши должны увеличить свои общие энергетические затраты (EE) примерно на 30%, чтобы поддерживать температуру тела. При более низких температурах EE увеличивается еще больше, примерно на 50% и 100% при 15 и 7°C по сравнению с EE при 22°C. Таким образом, стандартные условия содержания вызывают реакцию на холодовой стресс, что может поставить под угрозу переносимость результатов, полученных на мышах, на людей, поскольку люди, живущие в современных обществах, проводят большую часть своего времени в термонейтральных условиях (потому что наше меньшее отношение площади поверхности к объему делает нас менее чувствительными к температуре, поскольку мы создаем вокруг себя термонейтральную зону (TNZ). EE выше базального уровня метаболизма) охватывает диапазон ~19–30 °C6, в то время как у мышей этот диапазон выше и уже, охватывая всего 2–4 °C7,8. Фактически, этот важный аспект привлек значительное внимание в последние годы4, 7,8,9,10,11,12, и было высказано предположение, что некоторые «видовые различия» можно смягчить путем повышения температуры оболочки9. Однако нет единого мнения о диапазоне температур, который составляет термонейтральность у мышей. Таким образом, вопрос о том, ближе ли нижняя критическая температура в термонейтральном диапазоне у мышей с одним коленом к 25 °C или ближе к 30 °C4, 7, 8, 10, 12, остается спорным. EE и другие метаболические параметры были ограничены часами или днями, поэтому степень, в которой длительное воздействие различных температур может влиять на метаболические параметры, такие как масса тела, неясна. потребление, использование субстрата, толерантность к глюкозе и концентрации липидов и глюкозы в плазме и гормонов, регулирующих аппетит. Кроме того, необходимы дальнейшие исследования, чтобы выяснить, в какой степени диета может влиять на эти параметры (мыши DIO на диете с высоким содержанием жиров могут быть больше ориентированы на основанную на удовольствии (гедонистическую) диету). Чтобы предоставить больше информации по этой теме, мы изучили влияние температуры выращивания на вышеупомянутые метаболические параметры у взрослых самцов мышей с нормальным весом и самцов мышей с ожирением, вызванным диетой (DIO), на диете с высоким содержанием жиров 45%. Мышей содержали при температуре 22, 25, 27,5 или 30 °C в течение как минимум трех недель. Температуры ниже 22 °C не изучались, поскольку стандартное содержание животных редко бывает ниже комнатной температуры. Мы обнаружили, что мыши DIO с нормальным весом и с одним кругом реагировали на изменения температуры в вольере одинаково с точки зрения EE и независимо от условий вольера (с укрытием/гнездовым материалом или без него). Однако, в то время как мыши с нормальным весом корректировали потребление пищи в соответствии с EE, потребление пищи мышами DIO в значительной степени не зависело от EE, в результате чего мыши набирали больше веса. Согласно данным о массе тела, концентрации липидов и кетоновых тел в плазме показали, что мыши DIO при 30 °C имели более положительный энергетический баланс, чем мыши при 22 °C. Основные причины различий в балансе потребления энергии и EE между мышами с нормальным весом и мышами DIO требуют дальнейшего изучения, но могут быть связаны с патофизиологическими изменениями у мышей DIO и эффектом диеты, основанной на удовольствии, в результате диеты с ожирением.
EE увеличивалась линейно от 30 до 22°C и была примерно на 30% выше при 22°C по сравнению с 30°C (рис. 1a,b). Скорость дыхательного обмена (RER) не зависела от температуры (рис. 1c, d). Потребление пищи соответствовало динамике EE и увеличивалось с понижением температуры (также примерно на 30% выше при 22°C по сравнению с 30°C (рис. 1e,f). Потребление воды. Объем и уровень активности не зависели от температуры (рис. 1g ). -to).
Самцов мышей (C57BL/6J, возраст 20 недель, индивидуальное размещение, n=7) содержали в метаболических клетках при температуре 22 °C в течение одной недели до начала исследования. Через два дня после сбора фоновых данных температуру повышали с шагом 2 °C в 06:00 часов в день (начало светлой фазы). Данные представлены как среднее значение ± стандартная ошибка среднего, а темная фаза (18:00–06:00 ч) представлена серым прямоугольником. a Расход энергии (ккал/ч), b Общий расход энергии при различных температурах (ккал/24 ч), c Скорость дыхательного обмена (VCO2/VO2: 0,7–1,0), d Средний RER в светлой и темной (VCO2/VO2) фазах (нулевое значение определено как 0,7). e совокупное потребление пищи (г), f общее потребление пищи за 24 ч, g общее потребление воды за 24 ч (мл), h общее потребление воды за 24 ч, i совокупное потребление активности (м) и j общее потребление активности (м/24 ч) . ). Мышей содержали при указанной температуре в течение 48 часов. Данные, показанные для 24, 26, 28 и 30 °C, относятся к последним 24 часам каждого цикла. Мыши оставались сытыми на протяжении всего исследования. Статистическая значимость проверялась путем повторных измерений однофакторного дисперсионного анализа (ANOVA) с последующим множественным сравнительным тестом Тьюки. Звездочки указывают значимость для начального значения 22 °C, штриховка указывает значимость между другими указанными группами. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001. *P<0,05, **P<0,01, **P<0,001, ****P<0,0001. *P < 0,05，**P < 0,01，**P < 0,001，****P < 0,0001. *P < 0,05，**P < 0,01，**P < 0,001，****P < 0,0001. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001. *P<0,05, **P<0,01, **P<0,001, ****P<0,0001.Средние значения рассчитывались за весь экспериментальный период (0-192 часа). n = 7.
Как и в случае мышей с нормальным весом, EE увеличивался линейно с понижением температуры, и в этом случае EE также был примерно на 30% выше при 22°C по сравнению с 30°C (рис. 2a,b). RER не изменялся при разных температурах (рис. 2c, d). В отличие от мышей с нормальным весом, потребление пищи не соответствовало EE как функции комнатной температуры. Потребление пищи, потребление воды и уровень активности не зависели от температуры (рис. 2e–j).
Самцы мышей DIO (C57BL/6J, 20 недель) индивидуально размещались в метаболических клетках при температуре 22 °C в течение одной недели до начала исследования. Мыши могут употреблять 45% HFD ad libitum. После акклиматизации в течение двух дней были собраны исходные данные. Затем температура повышалась с шагом 2 °C через день в 06:00 (начало световой фазы). Данные представлены как среднее значение ± стандартная ошибка среднего, а темная фаза (18:00–06:00 ч) представлена серым прямоугольником. a Расход энергии (ккал/ч), b Общий расход энергии при различных температурах (ккал/24 ч), c Скорость дыхательного обмена (VCO2/VO2: 0,7–1,0), d Средний RER в светлую и темную (VCO2/VO2) фазы (нулевое значение определено как 0,7). e совокупное потребление пищи (г), f общее потребление пищи за 24 ч, g общее потребление воды за 24 ч (мл), h общее потребление воды за 24 ч, i совокупное потребление активности (м) и j общее потребление активности (м/24 ч) . ). Мышей содержали при указанной температуре в течение 48 часов. Данные, показанные для 24, 26, 28 и 30 °C, относятся к последним 24 часам каждого цикла. Мыши содержались при 45% HFD до конца исследования. Статистическая значимость проверялась путем повторных измерений однофакторного дисперсионного анализа с последующим множественным сравнительным тестом Тьюки. Звездочки указывают значимость для начального значения 22 °C, штриховка указывает значимость между другими указанными группами. *P < 0,05, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *P < 0,05, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *Р<0,05, ***Р<0,001, ****Р<0,0001. *P<0,05, ***P<0,001, ****P<0,0001. *P < 0,05, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *P < 0,05, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *Р<0,05, ***Р<0,001, ****Р<0,0001. *P<0,05, ***P<0,001, ****P<0,0001.Средние значения рассчитывались за весь экспериментальный период (0-192 часа). n = 7.
В другой серии экспериментов мы исследовали влияние температуры окружающей среды на те же параметры, но на этот раз между группами мышей, которые постоянно содержались при определенной температуре. Мыши были разделены на четыре группы, чтобы минимизировать статистические изменения среднего и стандартного отклонения веса тела, жира и нормального веса тела (рис. 3a–c). После 7 дней акклиматизации было зафиксировано 4,5 дня ЭЭ. ЭЭ существенно зависит от температуры окружающей среды как в дневные, так и в ночные часы (рис. 3d), и линейно увеличивается при снижении температуры с 27,5°C до 22°C (рис. 3e). По сравнению с другими группами, RER группы 25°C был несколько снижен, и не было никаких различий между остальными группами (рис. 3f,g). Потребление пищи параллельно паттерну ЭЭ a увеличилось примерно на 30% при 22°C по сравнению с 30°C (рис. 3h,i). Потребление воды и уровни активности существенно не различались между группами (рис. 3j,k). Воздействие различных температур в течение 33 дней не привело к различиям в массе тела, мышечной массе и жировой массе между группами (рис. 3n-s), но привело к снижению мышечной массы тела примерно на 15% по сравнению с самооценкой (рис. 3n-s). 3b, r, c)), а жировая масса увеличилась более чем в 2 раза (с ~1 г до 2–3 г, рис. 3c, t, c). К сожалению, шкаф с температурой 30°C имеет ошибки калибровки и не может предоставить точные данные EE и RER.
- Масса тела (a), безжировая масса (b) и жировая масса (c) через 8 дней (за один день до перевода в систему SABLE). d Потребление энергии (ккал/ч). e Среднее потребление энергии (0–108 часов) при различных температурах (ккал/24 часа). f Коэффициент дыхательного обмена (RER) (VCO2/VO2). g Среднее значение RER (VCO2/VO2). h Общее потребление пищи (г). i Среднее потребление пищи (г/24 часа). j Общее потребление воды (мл). k Среднее потребление воды (мл/24 часа). l Кумулятивный уровень активности (м). m Средний уровень активности (м/24 часа). n масса тела на 18-й день, o изменение массы тела (с -8-го по 18-й день), p безжировая масса на 18-й день, q изменение безжировой массы (с -8-го по 18-й день), r жировая масса на 18-й день и изменение жировой массы (с -8-го по 18-й день). Статистическая значимость повторных измерений была проверена с помощью однофакторного дисперсионного анализа (ONEWAY-ANOVA) с последующим применением теста множественных сравнений Тьюки. *P < 0,05, **P < 0,01, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *P < 0,05, **P < 0,01, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *P < 0,05, **P < 0,01, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *P<0,05, **P<0,01, ***P<0,001, ****P<0,0001. *P < 0,05, **P < 0,01, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *P < 0,05, **P < 0,01, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *P < 0,05, **P < 0,01, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *P<0,05, **P<0,01, ***P<0,001, ****P<0,0001.Данные представлены как среднее значение + стандартная ошибка среднего, темная фаза (18:00-06:00 ч) представлена серыми квадратами. Точки на гистограммах представляют отдельных мышей. Средние значения были рассчитаны для всего экспериментального периода (0-108 часов). n = 7.
Мыши были сопоставимы по массе тела, мышечной массе и жировой массе на исходном уровне (рис. 4a–c) и содержались при 22, 25, 27,5 и 30 °C, как и в исследованиях с мышами с нормальным весом. При сравнении групп мышей связь между EE и температурой показала аналогичную линейную зависимость от температуры с течением времени у тех же мышей. Таким образом, мыши, содержащиеся при 22 °C, потребляли примерно на 30% больше энергии, чем мыши, содержащиеся при 30 °C (рис. 4d, e). При изучении эффектов на животных температура не всегда влияла на RER (рис. 4f, g). Потребление пищи, потребление воды и активность не были значительно затронуты температурой (рис. 4h–m). После 33 дней выращивания мыши при 30 °C имели значительно более высокую массу тела, чем мыши при 22 °C (рис. 4n). По сравнению с соответствующими исходными точками мыши, выращенные при 30 °C, имели значительно более высокую массу тела, чем мыши, выращенные при 22 °C (среднее значение ± стандартная ошибка среднего: рис. 4o). Относительно более высокий прирост веса был обусловлен увеличением жировой массы (рис. 4p, q), а не увеличением мышечной массы (рис. 4r, s). В соответствии с более низким значением EE при 30 °C, экспрессия нескольких генов BAT, которые увеличивают функцию/активность BAT, была снижена при 30 °C по сравнению с 22 °C: Adra1a, Adrb3 и Prdm16. Другие ключевые гены, которые также увеличивают функцию/активность BAT, не были затронуты: Sema3a (регуляция роста нейритов), Tfam (биогенез митохондрий), Adrb1, Adra2a, Pck1 (глюконеогенез) и Cpt1a. Удивительно, но Ucp1 и Vegf-a, связанные с повышенной термогенной активностью, не снизились в группе 30°C. Фактически, уровни Ucp1 у трех мышей были выше, чем в группе 22°C, а Vegf-a и Adrb2 были значительно повышены. По сравнению с группой 22 °C, мыши, содержащиеся при 25 °C и 27,5 °C, не показали никаких изменений (Дополнительный рисунок 1).
- Масса тела (a), мышечная масса (b) и жировая масса (c) через 9 дней (за один день до перевода в систему SABLE). d Потребление энергии (EE, ккал/ч). e Среднее потребление энергии (0–96 часов) при различных температурах (ккал/24 часа). f Коэффициент дыхательного обмена (RER, VCO2/VO2). g Среднее значение RER (VCO2/VO2). h Общее потребление пищи (г). i Среднее потребление пищи (г/24 часа). j Общее потребление воды (мл). k Среднее потребление воды (мл/24 часа). l Кумулятивный уровень активности (м). m Средний уровень активности (м/24 часа). n Масса тела на 23-й день (г), o Изменение массы тела, p Мышечная масса, q Изменение мышечной массы (г) на 23-й день по сравнению с 9-м днем, Изменение жировой массы (г) на 23-й день, жировая масса (г) по сравнению с 8-м днем, 23-й день по сравнению с 8-м днем. Статистическая значимость повторных измерений была проверена с помощью однофакторного дисперсионного анализа (ONEWAY-ANOVA) с последующим применением теста множественных сравнений Тьюки. *P < 0,05, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *P < 0,05, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *Р<0,05, ***Р<0,001, ****Р<0,0001. *P<0,05, ***P<0,001, ****P<0,0001. *P < 0,05, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *P < 0,05, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. *Р<0,05, ***Р<0,001, ****Р<0,0001. *P<0,05, ***P<0,001, ****P<0,0001.Данные представлены как среднее значение + стандартная ошибка среднего, темная фаза (18:00-06:00 ч) представлена серыми квадратами. Точки на гистограммах представляют отдельных мышей. Средние значения были рассчитаны для всего экспериментального периода (0-96 часов). n = 7.
Как и люди, мыши часто создают микросреду, чтобы уменьшить потерю тепла в окружающую среду. Чтобы количественно оценить важность этой среды для EE, мы оценили EE при 22, 25, 27,5 и 30 °C, с кожаными защитными приспособлениями и материалом для гнездования или без них. При 22 °C добавление стандартных шкур снижает EE примерно на 4%. Последующее добавление материала для гнездования снижало EE на 3–4% (рис. 5a,b). Никаких существенных изменений в RER, потреблении пищи, потреблении воды или уровнях активности не наблюдалось при добавлении домов или шкур + подстилки (рис. 5i–p). Добавление шкуры и материала для гнездования также значительно снижало EE при 25 и 30 °C, но реакции были количественно меньше. При 27,5 °C никакой разницы не наблюдалось. Примечательно, что в этих экспериментах EE снижался с ростом температуры, в этом случае примерно на 57% ниже, чем EE при 30°C по сравнению с 22°C (рис. 5c–h). Тот же анализ был проведен только для световой фазы, где EE был ближе к базальной скорости метаболизма, поскольку в этом случае мыши в основном отдыхали в коже, что привело к сопоставимым размерам эффекта при разных температурах (дополнительный рис. 2a–h).
Данные для мышей из убежища и гнездового материала (темно-синий), дома, но без гнездового материала (светло-синий), и дома и гнездового материала (оранжевый). Потребление энергии (EE, ккал/ч) для комнат a, c, e и g при 22, 25, 27,5 и 30 °C, b, d, f и h означает EE (ккал/ч). ip Данные для мышей, содержащихся при 22 °C: i частота дыхания (RER, VCO2/VO2), j среднее RER (VCO2/VO2), k совокупное потребление пищи (г), l среднее потребление пищи (г/24 ч), m общее потребление воды (мл), n среднее потребление воды AUC (мл/24 ч), o общая активность (м), p средний уровень активности (м/24 ч). Данные представлены как среднее значение + стандартная ошибка среднего, темная фаза (18:00-06:00 ч) представлена серыми полями. Точки на гистограммах представляют отдельных мышей. Статистическая значимость повторных измерений была проверена с помощью однофакторного дисперсионного анализа (ONEWAY-ANOVA) с последующим применением теста множественных сравнений Тьюки. *P < 0,05, **P < 0,01. *P < 0,05, **P < 0,01. *Р<0,05, **Р<0,01. *P<0,05, **P<0,01. *P < 0,05，**P < 0,01. *P < 0,05，**P < 0,01. *Р<0,05, **Р<0,01. *P<0,05, **P<0,01.Средние значения рассчитывались за весь экспериментальный период (0-72 часа). n = 7.
У мышей с нормальным весом (2-3 часа голодания) выращивание при разных температурах не приводило к существенным различиям в плазменных концентрациях ТГ, 3-ГБ, холестерина, АЛТ и АСТ, но ЛПВП как функции температуры. Рисунок 6a-e). Концентрации лептина, инсулина, С-пептида и глюкагона в плазме натощак также не различались между группами (Рисунки 6g–j). В день теста на толерантность к глюкозе (через 31 день при разных температурах) исходный уровень глюкозы в крови (5-6 часов голодания) составлял приблизительно 6,5 мМ, без различий между группами. Введение пероральной глюкозы значительно увеличило концентрацию глюкозы в крови во всех группах, но как пиковая концентрация, так и прирост площади под кривыми (iAUC) (15–120 мин) были ниже в группе мышей, содержащихся при температуре 30 °C (отдельные временные точки: P < 0,05–P < 0,0001, рис. 6k, l) по сравнению с мышами, содержавшимися при температуре 22, 25 и 27,5 °C (которые не различались между собой). Введение пероральной глюкозы значительно увеличило концентрацию глюкозы в крови во всех группах, но как пиковая концентрация, так и прирост площади под кривыми (iAUC) (15–120 мин) были ниже в группе мышей, содержащихся при температуре 30 °C (отдельные временные точки: P < 0,05–P < 0,0001, рис. 6k, l) по сравнению с мышами, содержавшимися при температуре 22, 25 и 27,5 °C (которые не различались между собой). Пероральное введение глюкозы значительно повышало уровень глюкозы в крови во всех группах, но как пиковая концентрация, так и площадь приращения под кривыми (iAUC) (15–120 мин) были ниже в группе мышей, содержащихся при 30 °C (отдельные временные точки: P < 0,05–P < 0,0001, рис. 6k, l) по сравнению с мышами, усваиваются при 22, 25 и 27,5°С (какие не различались между собой). Пероральное введение глюкозы значительно увеличило концентрацию глюкозы в крови во всех группах, но как пиковая концентрация, так и прирост площади под кривыми (iAUC) (15–120 мин) были ниже в группе мышей, содержавшихся при температуре 30 °C (отдельные временные точки: P < 0,05–P < 0,0001, рис. 6k, l) по сравнению с мышами, содержавшимися при температуре 22, 25 и 27,5 °C (которые не отличались друг от друга).Температура воздуха при температуре 30 °C.饲养的小鼠组中，峰值浓度和曲线下增加面积(iAUC) (15-120 分钟) 均较低（各个时间点: P < 0,05–P < 0,0001, 图6k, l), 与饲养在22, 25 Температура 27,5°C.口服 葡萄糖 的 给 药 显着 了 所有组 的 血糖 浓度 但 在 在 在 30 °C 饲养 小鼠组 中 ,浓度 和 曲线 下 增加 面积 面积 (IAUC) (15-120 分钟) 均 较低 各 个 点 点 点 点 点: P < 0,05–P < 0,0001, 6k, л, 22, 25, 27,5°C.Пероральное введение глюкозы значительно увеличило концентрацию глюкозы в крови во всех группах, но как пиковая концентрация, так и площадь под кривой (iAUC) (15–120 мин) были ниже в группе мышей, получавших пищу при температуре 30 °C (все временные точки).: P < 0,05–P < 0,0001, рис. : P < 0,05–P < 0,0001, рис.6л, л) по сравнению с мышами, содержавшимися при температуре 22, 25 и 27,5°С (никаких различий между собой).
Концентрации в плазме ТГ, 3-ГБ, холестерина, ЛПВП, АЛТ, АСТ, СЖК, глицерина, лептина, инсулина, С-пептида и глюкагона показаны у взрослых самцов мышей DIO(al) после 33 дней кормления при указанной температуре. Мышей не кормили за 2–3 часа до забора крови. Исключением был тест на толерантность к глюкозе, который проводился за два дня до окончания исследования на мышах, голодавших в течение 5–6 часов и содержавшихся при соответствующей температуре в течение 31 дня. Мышам вводили 2 г/кг массы тела. Площадь под данными кривой (L) выражается как инкрементные данные (iAUC). Данные представлены как среднее значение ± SEM. Точки представляют отдельные образцы. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001, n = 7. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001, n = 7. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001, n = 7. *P<0,05, **P<0,01, **P<0,001, ****P<0,0001, n=7. *P < 0,05，**P < 0,01，**P < 0,001，****P < 0,0001，n = 7. *P < 0,05，**P < 0,01，**P < 0,001，****P < 0,0001，n = 7. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001, n = 7. *P<0,05, **P<0,01, **P<0,001, ****P<0,0001, n=7.
У мышей DIO (также голодавших в течение 2-3 часов) концентрации холестерина в плазме, ЛПВП, АЛТ, АСТ и СЖК не различались между группами. Как ТГ, так и глицерин были значительно повышены в группе с температурой 30 °C по сравнению с группой с температурой 22 °C (рисунки 7a–h). Напротив, 3-ГБ был примерно на 25% ниже при 30 °C по сравнению с 22 °C (рисунок 7b). Таким образом, хотя мыши, содержащиеся при температуре 22 °C, имели общий положительный энергетический баланс, о чем свидетельствует увеличение веса, различия в концентрациях ТГ, глицерина и 3-ГБ в плазме позволяют предположить, что у мышей при температуре 22 °C при отборе проб было меньше, чем при 22 °C. °C. Мыши, выращенные при 30 °C, находились в относительно более энергетически отрицательном состоянии. В соответствии с этим, концентрации в печени извлекаемого глицерина и ТГ, но не гликогена и холестерина, были выше в группе 30 °C (Дополнительный рис. 3a–d). Чтобы исследовать, являются ли зависящие от температуры различия в липолизе (измеренные по ТГ и глицерину в плазме) результатом внутренних изменений в эпидидимальном или паховом жире, мы извлекли жировую ткань из этих хранилищ в конце исследования и количественно определили свободные жирные кислоты ex vivo. и высвобождение глицерина. Во всех экспериментальных группах образцы жировой ткани из эпидидимальных и паховых депо показали по крайней мере двукратное увеличение продукции глицерина и СЖК в ответ на стимуляцию изопротеренолом (Дополнительный рис. 4a–d). Однако не было обнаружено влияния температуры оболочки на базальный или стимулированный изопротеренолом липолиз. В соответствии с более высокой массой тела и жировой массой, уровни лептина в плазме были значительно выше в группе 30 °C, чем в группе 22 °C (рисунок 7i). Напротив, уровни инсулина и С-пептида в плазме не различались между температурными группами (рис. 7k, k), но глюкагон в плазме показал зависимость от температуры, но в этом случае почти 22 °C в противоположной группе было вдвое больше по сравнению с 30 °C. Группа C (рисунок 7l). FGF21 не различался между различными температурными группами (рисунок 7m). В день OGTT исходный уровень глюкозы в крови составлял приблизительно 10 мМ и не различался между мышами, содержавшимися при разных температурах (рисунок 7n). Пероральное введение глюкозы повышало уровень глюкозы в крови и достигало пика во всех группах при концентрации приблизительно 18 мМ через 15 минут после введения дозы. Не было выявлено существенных различий в iAUC (15–120 мин) и концентрациях в различные временные точки после введения дозы (15, 30, 60, 90 и 120 мин) (рисунок 7n, o).
Концентрации в плазме ТГ, 3-ГБ, холестерина, ЛПВП, АЛТ, АСТ, СЖК, глицерина, лептина, инсулина, С-пептида, глюкагона и FGF21 были показаны у взрослых самцов мышей DIO (ao) после 33 дней кормления. указанной температуры. Мышей не кормили за 2-3 часа до забора крови. Пероральный тест на толерантность к глюкозе был исключением, поскольку он проводился в дозе 2 г/кг массы тела за два дня до окончания исследования у мышей, которые голодали в течение 5-6 часов и содержались при соответствующей температуре в течение 31 дня. Площадь под данными кривой (o) показана как инкрементные данные (iAUC). Данные представлены как среднее значение ± SEM. Точки представляют отдельные образцы. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001, n = 7. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001, n = 7. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001, n = 7. *P<0,05, **P<0,01, **P<0,001, ****P<0,0001, n=7. *P < 0,05，**P < 0,01，**P < 0,001，****P < 0,0001，n = 7. *P < 0,05，**P < 0,01，**P < 0,001，****P < 0,0001，n = 7. *P < 0,05, **P < 0,01, **P < 0,001, ****P < 0,0001, n = 7. *P<0,05, **P<0,01, **P<0,001, ****P<0,0001, n=7.
Переносимость данных грызунов на людей является сложным вопросом, который играет центральную роль в интерпретации важности наблюдений в контексте физиологических и фармакологических исследований. По экономическим причинам и для облегчения исследований мышей часто содержат при комнатной температуре ниже их термонейтральной зоны, что приводит к активации различных компенсаторных физиологических систем, которые увеличивают скорость метаболизма и потенциально ухудшают трансляционность9. Таким образом, воздействие холода на мышей может сделать мышей устойчивыми к ожирению, вызванному диетой, и может предотвратить гипергликемию у крыс, получавших стрептозотоцин, из-за повышенного инсулиннезависимого транспорта глюкозы. Однако неясно, в какой степени длительное воздействие различных соответствующих температур (от комнатной до термонейтральной) влияет на различный энергетический гомеостаз мышей с нормальным весом (на пище) и мышей с диареей (на HFD) и метаболические параметры, а также в какой степени они смогли сбалансировать увеличение EE с увеличением потребления пищи. Исследование, представленное в этой статье, направлено на то, чтобы внести некоторую ясность в эту тему.
Мы показываем, что у взрослых мышей с нормальным весом и самцов мышей DIO EE обратно пропорциональна комнатной температуре в диапазоне от 22 до 30 °C. Таким образом, EE при 22 °C был примерно на 30 % выше, чем при 30 °C. в обеих моделях мышей. Однако важное различие между мышами с нормальным весом и мышами DIO заключается в том, что в то время как мыши с нормальным весом соответствовали EE при более низких температурах, соответствующим образом регулируя потребление пищи, потребление пищи мышами DIO варьировалось на разных уровнях. Температуры исследования были схожими. Через месяц мыши DIO, содержащиеся при 30 °C, набрали больше веса тела и жировой массы, чем мыши, содержащиеся при 22 °C, тогда как нормальные люди, содержащиеся при той же температуре и в течение того же периода времени, не привели к лихорадке. зависимая разница в весе тела. веса мышей. По сравнению с температурами, близкими к термонейтральным или при комнатной температуре, рост при комнатной температуре привел к тому, что мыши DIO или нормального веса на диете с высоким содержанием жиров, но не на диете мышей нормального веса, набрали относительно меньший вес. тела. Подтверждено другими исследованиями17,18,19,20,21, но не всеми22,23.
Предполагается, что способность создавать микросреду для снижения потерь тепла сдвигает термическую нейтральность влево8, 12. В нашем исследовании как добавление гнездового материала, так и укрытие снижали EE, но не приводили к термической нейтральности до 28 °C. Таким образом, наши данные не подтверждают, что нижняя точка термонейтральности у взрослых мышей с одним коленом, с домиками с обогащенной средой или без них, должна составлять 26–28 °C, как показано8,12, но это подтверждает другие исследования, показывающие термонейтральность. температуры 30 °C у мышей с низкой точкой7, 10, 24. Чтобы усложнить ситуацию, было показано, что термонейтральная точка у мышей не является статичной в течение дня, поскольку она ниже во время фазы покоя (света), возможно, из-за более низкого производства калорий в результате активности и термогенеза, вызванного диетой. Так, в световую фазу нижняя точка термонейтральности оказывается ~29°С, а в темную фазу ~33°С25.
В конечном счете, связь между температурой окружающей среды и общим потреблением энергии определяется рассеиванием тепла. В этом контексте отношение площади поверхности к объему является важным фактором, определяющим тепловую чувствительность, влияя как на рассеивание тепла (площадь поверхности), так и на выработку тепла (объем). Помимо площади поверхности, теплопередача также определяется изоляцией (скоростью теплопередачи). У людей жировая масса может снижать потерю тепла, создавая изолирующий барьер вокруг оболочки тела, и было высказано предположение, что жировая масса также важна для теплоизоляции у мышей, понижая термонейтральную точку и снижая температурную чувствительность ниже термонейтральной точки (наклон кривой). температуры окружающей среды по сравнению с EE)12. Наше исследование не было разработано для прямой оценки этой предполагаемой связи, поскольку данные о составе тела были собраны за 9 дней до сбора данных о расходе энергии, и поскольку жировая масса не была стабильной на протяжении всего исследования. Однако, поскольку у мышей с нормальным весом и DIO EE на 30% ниже при 30 °C, чем при 22 °C, несмотря на как минимум 5-кратную разницу в жировой массе, наши данные не подтверждают, что ожирение должно обеспечивать базовый изоляционный фактор, по крайней мере, в исследуемом диапазоне температур. Это согласуется с другими исследованиями, лучше разработанными для изучения этого4,24. В этих исследованиях изоляционный эффект ожирения был небольшим, но было обнаружено, что мех обеспечивает 30-50% от общей теплоизоляции4,24. Однако у мертвых мышей теплопроводность увеличилась примерно на 450% сразу после смерти, что позволяет предположить, что изоляционный эффект меха необходим для работы физиологических механизмов, включая вазоконстрикцию. Помимо видовых различий в мехе между мышами и людьми, на слабый изоляционный эффект ожирения у мышей могут также влиять следующие соображения: изоляционный фактор жировой массы человека в основном опосредован массой подкожного жира (толщиной)26,27. Обычно у грызунов Менее 20% от общего жира животных28. Кроме того, общая масса жира может даже не быть субоптимальным показателем теплоизоляции человека, поскольку утверждается, что улучшенная теплоизоляция компенсируется неизбежным увеличением площади поверхности (и, следовательно, увеличением потери тепла) по мере увеличения массы жира.
У мышей с нормальным весом концентрации ТГ, 3-ГБ, холестерина, ЛПВП, АЛТ и АСТ в плазме натощак не изменялись при различных температурах в течение почти 5 недель, вероятно, потому, что мыши находились в том же состоянии энергетического баланса. были такими же по весу и составу тела, как в конце исследования. В соответствии со сходством в жировой массе, также не было различий в уровнях лептина в плазме, а также в инсулине натощак, С-пептиде и глюкагоне. Больше сигналов было обнаружено у мышей с DIO. Хотя мыши при 22 °C также не имели общего отрицательного энергетического баланса в этом состоянии (по мере набора веса), в конце исследования они были относительно более энергетически дефицитными по сравнению с мышами, выращенными при 30 °C, в таких условиях, как высокое производство кетонов организмом (3-ГБ) и снижение концентрации глицерина и ТГ в плазме. Однако температурно-зависимые различия в липолизе, по-видимому, не являются результатом внутренних изменений в эпидидимальном или паховом жире, таких как изменения в экспрессии липазы, чувствительной к адипогормону, поскольку СЖК и глицерин, высвобождаемые из жира, извлеченного из этих депо, находятся между Температурные группы похожи друг на друга. Хотя мы не исследовали симпатический тонус в текущем исследовании, другие обнаружили, что он (на основе частоты сердечных сокращений и среднего артериального давления) линейно связан с температурой окружающей среды у мышей и примерно ниже при 30 °C, чем при 22 °C 20% C Таким образом, температурно-зависимые различия в симпатическом тонусе могут играть роль в липолизе в нашем исследовании, но поскольку увеличение симпатического тонуса стимулирует, а не ингибирует липолиз, другие механизмы могут противодействовать этому снижению у культивируемых мышей. Потенциальная роль в расщеплении жира в организме. Комнатная температура. Кроме того, часть стимулирующего эффекта симпатического тонуса на липолиз косвенно опосредована сильным ингибированием секреции инсулина, что подчеркивает влияние прерывания инсулином добавок на липолиз30, но в нашем исследовании инсулин плазмы натощак и симпатический тонус С-пептида при разных температурах были недостаточны для изменения липолиза. Вместо этого мы обнаружили, что различия в энергетическом статусе, скорее всего, были основным фактором этих различий у мышей DIO. Основные причины, которые приводят к лучшей регуляции потребления пищи с помощью EE у мышей с нормальным весом, требуют дальнейшего изучения. Однако в целом потребление пищи контролируется гомеостатическими и гедонистическими сигналами31,32,33. Хотя ведутся споры о том, какой из двух сигналов количественно важнее31,32,33, хорошо известно, что длительное потребление жирной пищи приводит к более основанному на удовольствии пищевому поведению, которое в некоторой степени не связано с гомеостазом. . – регулируемое потребление пищи34,35,36. Таким образом, повышенное гедонистическое пищевое поведение мышей DIO, получавших 45% HFD, может быть одной из причин, по которой эти мыши не уравновешивали потребление пищи с EE. Интересно, что различия в аппетите и гормонах, регулирующих уровень глюкозы в крови, также наблюдались у мышей DIO с контролируемой температурой, но не у мышей с нормальным весом. У мышей DIO уровень лептина в плазме увеличивался с температурой, а уровень глюкагона уменьшался с температурой. Степень, в которой температура может напрямую влиять на эти различия, заслуживает дальнейшего изучения, но в случае лептина относительный отрицательный энергетический баланс и, следовательно, более низкая жировая масса у мышей при 22 °C, безусловно, играли важную роль, поскольку жировая масса и лептин в плазме сильно коррелируют37. Однако интерпретация сигнала глюкагона более загадочна. Как и в случае с инсулином, секреция глюкагона была сильно подавлена повышением симпатического тонуса, но самый высокий симпатический тонус был предсказан в группе 22 °C, которая имела самые высокие концентрации глюкагона в плазме. Инсулин является еще одним сильным регулятором плазменного глюкагона, а резистентность к инсулину и диабет 2 типа тесно связаны с голоданием и постпрандиальной гиперглюкагонемией 38,39 . Однако мыши DIO в нашем исследовании также были нечувствительны к инсулину, поэтому это также не могло быть основным фактором увеличения сигнализации глюкагона в группе 22 °C. Содержание жира в печени также положительно связано с увеличением концентрации глюкагона в плазме, механизмы которого, в свою очередь, могут включать резистентность к глюкагону в печени, снижение продукции мочевины, увеличение концентрации циркулирующих аминокислот и увеличение секреции глюкагона, стимулируемой аминокислотами 40,41,42. Однако, поскольку извлекаемые концентрации глицерина и ТГ не различались между температурными группами в нашем исследовании, это также не могло быть потенциальным фактором увеличения концентрации в плазме в группе 22 °C. Трийодтиронин (Т3) играет важную роль в общей скорости метаболизма и инициировании метаболической защиты от гипотермии43,44. Таким образом, концентрация Т3 в плазме, возможно, контролируемая центрально опосредованными механизмами45,46, увеличивается как у мышей, так и у людей в условиях, отличных от термонейтральных47, хотя увеличение у людей меньше, что более предрасположено к мышам. Это согласуется с потерей тепла в окружающую среду. Мы не измеряли концентрацию Т3 в плазме в текущем исследовании, но концентрации могли быть ниже в группе с температурой 30 °C, что может объяснить влияние этой группы на уровень глюкагона в плазме, поскольку мы (обновленный рисунок 5a) и другие показали, что Т3 увеличивает уровень глюкагона в плазме в зависимости от дозы. Сообщалось, что тиреоидные гормоны вызывают экспрессию FGF21 в печени. Подобно глюкагону, плазменные концентрации FGF21 также увеличивались с плазменными концентрациями T3 (Дополнительный рис. 5b и ссылка 48), но по сравнению с глюкагоном плазменные концентрации FGF21 в нашем исследовании не зависели от температуры. Основные причины этого несоответствия требуют дальнейшего изучения, но индукция FGF21, вызванная T3, должна происходить при более высоких уровнях воздействия T3 по сравнению с наблюдаемым ответом глюкагона, вызванным T3 (Дополнительный рис. 5b).
Было показано, что HFD тесно связан с нарушенной толерантностью к глюкозе и резистентностью к инсулину (маркеры) у мышей, выращенных при 22 °C. Однако HFD не был связан ни с нарушенной толерантностью к глюкозе, ни с резистентностью к инсулину при выращивании в термонейтральной среде (определяемой здесь как 28 °C) 19 . В нашем исследовании эта связь не была воспроизведена у мышей DIO, но мыши с нормальным весом, содержащиеся при 30 °C, значительно улучшили толерантность к глюкозе. Причина этого различия требует дальнейшего изучения, но может быть обусловлена тем фактом, что мыши DIO в нашем исследовании были инсулинорезистентными, с концентрациями С-пептида в плазме натощак и концентрациями инсулина в 12-20 раз выше, чем у мышей с нормальным весом. и в крови натощак. концентрациями глюкозы около 10 мМ (около 6 мМ при нормальной массе тела), что, по-видимому, оставляет небольшое окно для любых потенциальных полезных эффектов воздействия термонейтральных условий для улучшения толерантности к глюкозе. Возможным сбивающим с толку фактором является то, что по практическим причинам OGTT проводится при комнатной температуре. Таким образом, мыши, содержащиеся при более высоких температурах, испытали легкий холодовой шок, который может повлиять на абсорбцию/выведение глюкозы. Однако, основываясь на схожих концентрациях глюкозы в крови натощак в разных температурных группах, изменения температуры окружающей среды могли не оказать существенного влияния на результаты.
Как упоминалось ранее, недавно было отмечено, что повышение температуры в помещении может ослабить некоторые реакции на холодовой стресс, что может поставить под сомнение переносимость данных о мышах на людей. Однако неясно, какова оптимальная температура для содержания мышей, чтобы имитировать человеческую физиологию. Ответ на этот вопрос также может зависеть от области исследования и изучаемой конечной точки. Примером этого является влияние диеты на накопление жира в печени, толерантность к глюкозе и резистентность к инсулину19. С точки зрения расхода энергии некоторые исследователи полагают, что термонейтральность является оптимальной температурой для выращивания, поскольку людям требуется немного дополнительной энергии для поддержания своей внутренней температуры тела, и они определяют температуру одного колена для взрослых мышей как 30 °C7,10. Другие исследователи полагают, что температура, сопоставимая с той, которую люди обычно испытывают, когда взрослые мыши стоят на одном колене, составляет 23–25 °C, поскольку они обнаружили, что термонейтральность составляет 26–28 °C, и на основе того, что люди ниже примерно на 3 °C. их нижняя критическая температура, определяемая здесь как 23 °C, немного меньше 8,12. Наше исследование согласуется с несколькими другими исследованиями, в которых утверждается, что термонейтральность не достигается при 26-28 °C4, 7, 10, 11, 24, 25, что указывает на то, что 23-25 °C слишком низкая температура. Другим важным фактором, который следует учитывать в отношении комнатной температуры и термонейтральности у мышей, является одиночное или групповое размещение. Когда мышей размещали группами, а не по отдельности, как в нашем исследовании, температурная чувствительность снижалась, возможно, из-за скученности животных. Однако комнатная температура все еще была ниже LTL 25, когда использовались три группы. Возможно, наиболее важным межвидовым различием в этом отношении является количественное значение активности BAT как защиты от гипотермии. Таким образом, в то время как мыши в значительной степени компенсировали свою более высокую потерю калорий за счет увеличения активности BAT, которая составляет более 60% EE только при 5 °C51,52, вклад активности BAT человека в EE был значительно выше, гораздо меньше. Следовательно, снижение активности BAT может быть важным способом увеличения человеческой трансляции. Регуляция активности BAT сложна, но часто опосредована комбинированным воздействием адренергической стимуляции, гормонов щитовидной железы и экспрессии UCP114,54,55,56,57. Наши данные показывают, что температуру необходимо поднять выше 27,5 °C по сравнению с мышами при 22 °C, чтобы обнаружить различия в экспрессии генов BAT, отвечающих за функцию/активацию. Однако различия, обнаруженные между группами при 30 и 22 °C, не всегда указывали на увеличение активности BAT в группе 22 °C, поскольку Ucp1, Adrb2 и Vegf-a были подавлены в группе 22 °C. Первопричину этих неожиданных результатов еще предстоит определить. Одна из возможностей заключается в том, что их повышенная экспрессия может не отражать сигнал повышенной комнатной температуры, а скорее острый эффект перемещения их из 30 °C в 22 °C в день удаления (мыши испытали это за 5-10 минут до взлета). ).
Общим ограничением нашего исследования является то, что мы изучали только самцов мышей. Другие исследования показывают, что пол может быть важным фактором в наших основных показаниях, поскольку самки мышей с одним коленом более чувствительны к температуре из-за более высокой теплопроводности и поддержания более строго контролируемой внутренней температуры. Кроме того, самки мышей (на HFD) показали большую связь потребления энергии с EE при 30 °C по сравнению с самцами мышей, которые потребляли больше мышей того же пола (20 °C в данном случае) 20 . Таким образом, у самок мышей эффект субтермонетрального содержания выше, но имеет ту же закономерность, что и у самцов мышей. В нашем исследовании мы сосредоточились на самцах мышей с одним коленом, поскольку это условия, при которых проводится большинство метаболических исследований, изучающих EE. Другим ограничением нашего исследования было то, что мыши находились на одной и той же диете на протяжении всего исследования, что исключало изучение важности комнатной температуры для метаболической гибкости (измеряемой по изменениям RER для диетических изменений в различных составах макронутриентов). у самок и самцов мышей, содержащихся при температуре 20°C, по сравнению с соответствующими мышами, содержащимися при температуре 30°C.
В заключение, наше исследование показывает, что, как и в других исследованиях, мыши с нормальным весом на первом круге являются термонейтральными выше прогнозируемых 27,5 °C. Кроме того, наше исследование показывает, что ожирение не является основным изолирующим фактором у мышей с нормальным весом или DIO, что приводит к схожим соотношениям температура:EE у мышей с DIO и нормальным весом. В то время как потребление пищи мышами с нормальным весом соответствовало EE и, таким образом, поддерживало стабильную массу тела во всем диапазоне температур, потребление пищи мышами с DIO было одинаковым при разных температурах, что приводит к более высокому соотношению мышей при 30 °C. при 22 °C набирали больше массы тела. В целом, систематические исследования, изучающие потенциальную важность жизни при температурах ниже термонейтральных, оправданы из-за часто наблюдаемой плохой переносимости между исследованиями на мышах и людях. Например, в исследованиях ожирения частичное объяснение в целом более плохой транслируемости может быть связано с тем, что исследования потери веса у мышей обычно проводятся на животных, подвергшихся умеренному холодовому стрессу и содержащихся при комнатной температуре из-за их повышенного EE. Преувеличенная потеря веса по сравнению с ожидаемой массой тела человека, в особенности, если механизм действия зависит от увеличения ЭЭ за счет повышения активности БАП, которая более активна и активизируется при комнатной температуре, чем при 30°С.
В соответствии с Законом Дании об экспериментах на животных (1987 г.) и Национальными институтами здравоохранения (публикация № 85-23), а также Европейской конвенцией о защите позвоночных, используемых для экспериментальных и иных научных целей (Совет Европы № 123, Страсбург, 1985 г.).
Двадцатинедельные самцы мышей C57BL/6J были получены от Janvier Saint Berthevin Cedex, Франция, и им давали стандартный корм ad libitum (Altromin 1324) и воду (~22°C) после 12:12 часового цикла свет:темнота. комнатной температуры. Самцы мышей DIO (20 недель) были получены от того же поставщика и им был предоставлен доступ ad libitum к 45% высокожирной диете (кат. № D12451, Research Diet Inc., Нью-Джерси, США) и воде в условиях выращивания. Мыши были адаптированы к окружающей среде за неделю до начала исследования. За два дня до перевода в систему непрямой калориметрии мышей взвешивали, подвергали МРТ-сканированию (EchoMRITM, Техас, США) и делили на четыре группы, соответствующие массе тела, жиру и нормальной массе тела.
Графическая схема дизайна исследования представлена на рисунке 8. Мыши были переведены в закрытую и контролируемую по температуре систему непрямой калориметрии в Sable Systems Internationals (Невада, США), которая включала мониторы качества пищи и воды и рамку Promethion BZ1, которая регистрировала уровни активности путем измерения разрывов пучка. XYZ. Мыши (n = 8) размещались индивидуально при температуре 22, 25, 27,5 или 30 °C с использованием подстилки, но без укрытия и гнездового материала на 12:12-часовом цикле свет:темнота (свет: 06:00–18:00). 2500 мл/мин. Мыши акклиматизировались в течение 7 дней до регистрации. Записи собирались четыре дня подряд. После этого мышей содержали при соответствующих температурах 25, 27,5 и 30 °C в течение дополнительных 12 дней, после чего добавляли клеточные концентраты, как описано ниже. Между тем, группы мышей, содержавшихся при 22 °C, содержались при этой температуре еще два дня (для сбора новых исходных данных), а затем температура повышалась с шагом 2 °C через день в начале световой фазы (06:00) до достижения 30 °C. После этого температура была понижена до 22 °C, и данные собирались еще два дня. После двух дополнительных дней записи при 22 °C, ко всем ячейкам при всех температурах были добавлены шкуры, и сбор данных начался на второй день (день 17) и в течение трех дней. После этого (день 20) во все ячейки был добавлен материал для гнездования (8-10 г) в начале светового цикла (06:00), и данные собирались еще три дня. Таким образом, в конце исследования мыши, содержавшиеся при 22 °C, содержались при этой температуре в течение 21/33 дней и при 22 °C в течение последних 8 дней, в то время как мыши при других температурах содержались при этой температуре в течение 33 дней . /33 дней. В течение периода исследования мышей кормили.
Нормальный вес и мыши DIO следовали тем же процедурам исследования. На -9 день мышей взвешивали, проводили МРТ-сканирование и разделяли на группы, сопоставимые по массе тела и составу тела. На -7 день мышей переводили в закрытую систему непрямой калориметрии с контролируемой температурой, изготовленную SABLE Systems International (Невада, США). Мыши размещались индивидуально с подстилкой, но без материалов для гнездования или укрытия. Температура устанавливалась на 22, 25, 27,5 или 30 °C. После одной недели акклиматизации (дни -7 и 0, животных не беспокоили), данные собирались в течение четырех последовательных дней (дни 0-4, данные показаны на ФИГ. 1, 2, 5). После этого мыши, содержащиеся при 25, 27,5 и 30 °C, содержались в постоянных условиях до 17-го дня. В то же время температура в группе 22°C повышалась с интервалом 2°C через день путем корректировки температурного цикла (06:00 ч) в начале светового воздействия (данные показаны на рис. 1). На 15-й день температура снизилась до 22°C, и два дня данных были собраны для предоставления исходных данных для последующих обработок. Ко всем мышам были добавлены шкуры на 17-й день, а на 20-й день был добавлен материал для гнездования (рис. 5). На 23-й день мышей взвесили и подвергли МРТ-сканированию, а затем оставили одних на 24 часа. На 24-й день мышей не кормили с начала фотопериода (06:00) и давали OGTT (2 г/кг) в 12:00 (6-7 часов голодания). После этого мышей вернули в соответствующие условия SABLE и усыпили на второй день (25-й день).
Мыши DIO (n = 8) следовали тому же протоколу, что и мыши с нормальным весом (как описано выше и на рисунке 8). Мыши поддерживали 45% HFD на протяжении всего эксперимента по расходу энергии.
VO2 и VCO2, а также давление водяного пара регистрировались с частотой 1 Гц с постоянной времени ячейки 2,5 мин. Потребление пищи и воды собиралось путем непрерывной регистрации (1 Гц) веса ведер с пищей и водой. Используемый монитор качества сообщал о разрешении 0,002 г. Уровни активности регистрировались с помощью 3D-монитора с лучевой матрицей XYZ, данные собирались с внутренним разрешением 240 Гц и сообщались каждую секунду для количественной оценки общего пройденного расстояния (м) с эффективным пространственным разрешением 0,25 см. Данные обрабатывались с помощью Sable Systems Macro Interpreter v.2.41, вычисляющего EE и RER и отфильтровывающего выбросы (например, ложные события приема пищи). Макроинтерпретатор настроен на вывод данных по всем параметрам каждые пять минут.
Помимо регулирования EE, температура окружающей среды может также регулировать другие аспекты метаболизма, включая постпрандиальный метаболизм глюкозы, регулируя секрецию гормонов, метаболизирующих глюкозу. Чтобы проверить эту гипотезу, мы наконец завершили исследование температуры тела, провоцируя мышей с нормальным весом пероральной нагрузкой глюкозой DIO (2 г/кг). Методы подробно описаны в дополнительных материалах.
В конце исследования (день 25) мышей держали на голодной диете в течение 2-3 часов (начиная с 06:00), анестезировали изофлураном и полностью обескровливали путем ретроорбитальной венепункции. Количественное определение липидов плазмы и гормонов, а также липидов в печени описано в Дополнительных материалах.
Чтобы исследовать, вызывает ли температура скорлупы внутренние изменения в жировой ткани, влияющие на липолиз, паховая и эпидидимальная жировая ткань была вырезана непосредственно у мышей после последней стадии кровотечения. Ткани были обработаны с использованием недавно разработанного анализа липолиза ex vivo, описанного в разделе «Дополнительные методы».
Бурую жировую ткань (БЖТ) собирали в день окончания исследования и обрабатывали, как описано в дополнительных методах.
Данные представлены как среднее значение ± SEM. Графики были созданы в GraphPad Prism 9 (La Jolla, CA), а графика была отредактирована в Adobe Illustrator (Adobe Systems Incorporated, San Jose, CA). Статистическая значимость была оценена в GraphPad Prism и проверена с помощью парного t-критерия, однофакторного/двухфакторного дисперсионного анализа с повторными измерениями, за которым следует тест множественных сравнений Тьюки, или непарного однофакторного дисперсионного анализа с последующим тестом множественных сравнений Тьюки по мере необходимости. Гауссово распределение данных было подтверждено тестом нормальности Д'Агостино-Пирсона перед тестированием. Размер выборки указан в соответствующем разделе раздела «Результаты», а также в легенде. Повторение определяется как любое измерение, проведенное на одном и том же животном (in vivo или на образце ткани). С точки зрения воспроизводимости данных связь между расходом энергии и температурой корпуса была продемонстрирована в четырех независимых исследованиях с использованием разных мышей с похожим дизайном исследования.
Подробные экспериментальные протоколы, материалы и исходные данные доступны по обоснованному запросу от ведущего автора Руне Э. Кухре. Это исследование не генерировало новые уникальные реагенты, трансгенные линии животных/клеток или данные секвенирования.
Более подробную информацию о дизайне исследования можно найти в аннотации к отчету Nature Research Report, ссылка на которую приведена в этой статье.
Все данные формируют график. 1-7 были помещены в репозиторий базы данных Science, номер доступа: 1253.11.sciencedb.02284 или https://doi.org/10.57760/sciencedb.02284. Данные, представленные в ESM, могут быть отправлены Rune E Kuhre после разумного тестирования.
Нильссон, К., Раун, К., Ян, Ф. Ф., Ларсен, М. О. и Тан-Кристенсен, М. Лабораторные животные как суррогатные модели человеческого ожирения. Нильссон, К., Раун, К., Ян, Ф. Ф., Ларсен, М. О. и Тан-Кристенсен, М. Лабораторные животные как суррогатные модели человеческого ожирения.Нильссон К., Раун К., Янг Ф.Ф., Ларсен М.О. и Танг-Кристенсен М. Лабораторные животные как суррогатные модели человеческого ожирения. Нильссон, К., Раун, К., Ян, Ф.Ф., Ларсен, М.О. и Тан-Кристенсен, М. Нильссон, К., Раун, К., Ян, Ф. Ф., Ларсен, М. О. и Тан-Кристенсен, М. Экспериментальные животные как модель, заменяющая людей.Нильссон К., Раун К., Янг Ф.Ф., Ларсен М.О. и Танг-Кристенсен М. Лабораторные животные как суррогатные модели ожирения у людей.Acta Pharmacology. преступление 33, 173–181 (2012).
Гилпин, Д. А. Расчет новой константы Ми и экспериментальное определение размера ожога. Burns 22, 607–611 (1996).
Гордон, С.Дж. Терморегуляторная система мышей: ее значение для передачи биомедицинских данных человеку. Физиология. Поведение. 179, 55-66 (2017).
Фишер А.В., Чикаш Р.И., фон Эссен Г., Кэннон Б. и Недергаард Дж. Отсутствие изолирующего эффекта ожирения. Фишер А.В., Чикаш Р.И., фон Эссен Г., Кэннон Б. и Недергаард Дж. Отсутствие изолирующего эффекта ожирения.Фишер А.В., Чикаш Р.И., фон Эссен Г., Кэннон Б. и Недергаард Дж. Отсутствие изолирующего эффекта ожирения. Фишер А.В., Чикаш Р.И., фон Эссен Г., Кэннон Б. и Недергаард Дж. Фишер А.В., Чикаш Р.И., фон Эссен Г., Кэннон Б. и Недергаард Дж. Фишер А.В., Чикаш Р.И., фон Эссен Г., Кэннон Б. и Недергаард Дж. Ожирение не имеет изолирующего эффекта. Фишер А.В., Чикаш Р.И., фон Эссен Г., Кэннон Б. и Недергаард Дж. Ожирение не оказывает изолирующего эффекта.Да. J. Physiology. эндокринный. метаболизм. 311, E202–E213 (2016).
Ли, П. и др. Температурно-адаптированная бурая жировая ткань модулирует чувствительность к инсулину. Диабет 63, 3686–3698 (2014).
Накхон, К.Дж. и др. Более низкая критическая температура и вызванный холодом термогенез были обратно пропорциональны массе тела и скорости основного обмена у худых и полных людей. J. Warmly. biology. 69, 238–248 (2017).
Фишер, А. В., Кэннон, Б. и Недергаард, Дж. Оптимальные температуры содержания мышей для имитации тепловой среды человека: экспериментальное исследование. Фишер, А. В., Кэннон, Б. и Недергаард, Дж. Оптимальные температуры содержания мышей для имитации тепловой среды человека: экспериментальное исследование.Фишер, А. В., Кэннон, Б. и Недергаард, Дж. Оптимальные температуры в доме для мышей, имитирующие тепловую среду человека: экспериментальное исследование. Фишер А.В., Кэннон Б. и Недергаард Дж. Фишер А.В., Кэннон Б. и Недергаард Дж.Фишер А.В., Кэннон Б. и Недергаард Дж. Оптимальная температура содержания мышей, имитирующая тепловую среду человека: экспериментальное исследование.Мур. Метаболизм. 7, 161–170 (2018).
Кейер, Дж., Ли, М. и Спикман, Дж. Р. Какова оптимальная температура содержания для переноса экспериментов на мышах на людей? Кейер, Дж., Ли, М. и Спикман, Дж. Р. Какова оптимальная температура содержания для переноса экспериментов на мышах на людей?Кейер Дж., Ли М. и Спикман Дж. Р. Какова оптимальная температура в помещении для переноса экспериментов с мышами на людей? Кейер Дж., Ли М. и Спикман Младший. Кейер Дж., Ли М. и Спикман МладшийКейер Дж., Ли М. и Спикман Дж. Р. Какова оптимальная температура оболочки для переноса экспериментов с мышами на людей?Мур. Метаболизм. 25, 168–176 (2019).
Сили, Р. Дж. и Макдугалд, О. А. Мыши как экспериментальные модели для изучения физиологии человека: когда несколько градусов температуры в жилище имеют значение. Сили, Р. Дж. и Макдугалд, О. А. Мыши как экспериментальные модели для изучения физиологии человека: когда несколько градусов температуры в жилище имеют значение. Сили, Р.Дж. и Макдугалд, О.А. Мыши как экспериментальные модели для физиологии человека: несколько градусов в жилище имеют значение. Сили, Р. Дж. и Макдугалд, О. А. Мыши как экспериментальные модели для изучения физиологии человека: когда несколько градусов в жилище имеют значение. Сили, Р.Дж. и Макдугалд, О.А. Сили, Р. Дж. и Макдугалд, О. А. Мыши Сили, Р.Дж. и Макдугалд, О.А. как экспериментальная модель физиологии человека: температура в помещении в несколько градусов имеет значение. Сили, Р. Дж. и Макдугалд, Мыши ОА как экспериментальная модель физиологии человека: когда несколько градусов комнатной температуры имеют значение.Национальный метаболизм. 3, 443–445 (2021).
Фишер, А. В., Кэннон, Б. и Недергаард, Дж. Ответ на вопрос «Какая наилучшая температура в помещении для переноса экспериментов на мышах на людей?» Фишер, А. В., Кэннон, Б. и Недергаард, Дж. Ответ на вопрос «Какая наилучшая температура в помещении для переноса экспериментов на мышах на людей?» Фишер, А. В., Кэннон, Б. и Недергаард, Дж. Ответ на вопрос «Какая наилучшая температура в помещении для переноса экспериментов на мышах на людей?» Фишер, А.В., Кэннон, Б. и Недергаард, Дж. Фишер А.В., Кэннон Б. и Недергаард Дж.Фишер А.В., Кэннон Б. и Недергаард Дж. Ответы на вопрос «Какова оптимальная температура оболочки для переноса экспериментов на мышах на людей?»Да: термонейтральный. Мур. метаболизм. 26, 1-3 (2019).
Время публикации: 28 октября 2022 г.
